UNIVERSIDAD ESTATAL DE BOLÍVAR FACULTAD DE CIENCIAS AGROPECUARIAS RECURSOS NATURALES Y DEL AMBIENTE CARRERA AGRONOMÍA TEMA: “COMPARACIÓN DE PRODUCTOS QUÍMICO, BIOLÓGICO Y ORGÁNICO PARA EL CONTROL DE NEMÁTODOS EN EL CULTIVO DE BANANO (Musa acuminata sp), EN EL CANTÓN VENTANAS, PROVINCIA LOS RÍOS” Proyecto de investigación previo a la obtención del título de Ingeniero Agrónomo, otorgado por la Universidad Estatal de Bolívar, a través de la Facultad de Ciencias Agropecuarias, Recursos Naturales y del Ambiente, Carrera Agronomía AUTORAS: SELENA ELISETH SOLIS VASCONEZ KARINA ISABEL GOYES GUASTAY DIRECTOR: ING. WASHINGTON DONATO ORTIZ MSc. GUARANDA - ECUADOR 2023 II COMPARACIÓN DE PRODUCTOS QUÍMICO, BIOLÓGICO Y ORGÁNICO PARA EL CONTROL DE NEMÁTODOS EN EL CULTIVO DE BANANO (Musa acuminata sp), EN EL CANTÓN VENTANAS, PROVINCIA LOS RÍOS REVISADO Y APROBADO POR: ……………………………………………………… ING. WASHINGTON DONATO ORTIZ MSc. DIRECTOR ………………………………………………………… ING. KLEBER ESPINOZA MORA. Mg BIOMETRÍSTA …………………………………………………………. ING. SONIA FIERRO BORJA. Mg REDACCIÓN TÉCNICA III CERTIFICACIÓN DE AUTORÍA Nosotros, Selena Eliseth Solis Vasconez, con cédula de identidad 1207971704 y Karina Isabel Goyes Guastay con cédula de identidad 1207117795 declaro que el trabajo y los resultados presentados en este informe, no han sido previamente presentado para ningún grado o calificación profesional; y que las referencias bibliográficas que se incluyen han sido consultadas y citadas con su respectivo autor(es). La Universidad Estatal de Bolívar, puede hacer uso de los derechos de publicación correspondientes a este trabajo, según lo establecido por la ley de Propiedad Intelectual, su Reglamentación y la Normativa Institucional vigente. --------------------------------------- SELENA ELISETH SOLIS VASCONEZ AUTORA CI. 1207971704 -------------------------------------------- WASHINGTON DONATO ORTIZ MSc DIRECTOR --------------------------------------- KARINA ISABEL GOYES GUASTAY AUTORA CI. 1207117795 ------------------------------------------- ING. KLEBER ESPINOZA MORA. Mg BIOMETRÍSTA CI. 1207971704 -------------------------------------------- ING. SONIA FIERRO BORJA.Mg REDACCIÓN TÉCNICA CI:0201084712 III IV IV DEDICATORIA Este trabajo va dedicado principalmente a Dios por darme salud y fuerzas, por haberme iluminado con su infinita bondad y amor para lograr mis objetivos y haber llegado a este punto sin él no hubiera sido posible nada. Decir que todo esto lo logre solo sería mentirme a mí mismo, porque gracias a el quien guio a mis padres con sabiduría bondad y esperanza para así poder depositar todo su esfuerzo en mí. A mis Padres Plinio Goyes y María Guastay que siempre han querido lo mejor para mí y por ser parte fundamental en todo lo que he logrado, por sus consejos, por sus ejemplos de perseverancia y constancia que los caracteriza y que me han inculcado siempre. A mis Herman@s Antonio, José, Nancy, por ese apoyo mutuo que siempre están conmigo y a mi hija Kathya que es la luz de mis ojos, mis sobrinos Isaías, Marly y Zoé por alentarme y motivarme a seguir luchando día a día en momentos difíciles. A mis padrinos Carlos Macias y Elisa Hugo por el apoyo incondicional y las palabras de motivación. A mis amig@s y a todas esas personas que Dios ha puesto en mi camino para culminar con éxito mi carrera. Karina Isabel Goyes Guastay V DEDICATORIA La motivación es el empuje del éxito, el éxito es la plenitud de la vida, la vida no sería si no hubiese una familia. Dedico esta tesis a Dios sobre todo porque ha estado conmigo en cada paso que doy cuidándome y dándome fortaleza para continuar. A mis padres Leopoldo y Consuelo quienes confiaron en mi a lo largo de mi vida han velado por mi bienestar y educación siendo mi apoyo en todo momento, depositando su entera confianza en cada reto que se me presentaba sin dudar ni un solo momento en mi inteligencia y capacidad. A mis hermanos Valeria, Kenny, Audi a mis sobrinos Elkin y Lían que son mi vida entera por ser mi fuente de motivación e inspiración para poder superarme cada día más y así poder luchar para que la vida nos depare un futuro mejor para toda mi familia. A mi madre abuela Berta Espín, quien ha sido la guía y el camino para poder llegar a este punto de mi carrera por su ejemplo, dedicación y palabras de aliento nunca bajo los brazos para que yo tampoco los haga aun cuando todo se complicaba. A mis compañeros, amigas y por los buenos y malos momentos que hemos compartidos, por habernos ayudado en el camino de la vida de estudiante, ayudándonos en lo económico y en las tareas. Byron te agradezco por siempre haber estado ahí cuando más lo he necesitado dándome motivación y fuerzas para seguir en toda mi vida de estudiante y todas las actividades que realizaba. Los amo mucho; gracias por ser parte de mi vida. Selena Eliseth Solís Vásconez VI AGRADECIMIENTO Agradecemos principalmente a Dios por brindarnos salud y fuerzas para superar cualquier obstáculos y dificultades a lo largo de toda nuestra vida. A nuestros queridos padres quienes fueron un pilar fundamental durante toda la vida estudiantil. A la Universidad Estatal de Bolívar, por los conocimientos impartidos durante todo el ciclo de la carrera, en particular a la Facultad de Ciencias Agropecuarias, Recursos Naturales y del Ambiente quién nos acogió en sus aulas donde todos los profesores aportaron con sus conocimientos, para fortalecer los nuestros. Al valioso equipo de miembro del tribunal liderado por el Ing. Msc. Washington Donato como Director, al Ing. Kleber Espinoza como biometrista y a nuestra querida Ing. Sonia Fierro como Área de redacción técnica quienes con sus valiosos conocimientos hicieron posible la culminación exitosa de esta investigación. Al personal docente y administrativo quienes a más de ser maestros han llegado hacer excelentes amigos convirtiendo nuestra querida facultad como nuestro segundo hogar. También agradecemos a la Bananera Ruforcorp “Beta Nueva” por brindarnos su acogida. Gracias a todas las personas que ayudaron directa e indirectamente en la realización de este proyecto. VII ÍNDICE GENERAL CONTENIDO PÁG CAPÍTULO I……………………………………………………………………..1 I. INTRODUCCIÓN ............................................................................................ 1 II. PROBLEMA .................................................................................................... 4 III. MARCO TEÓRICO ......................................................................................... 5 3.1. Origen ........................................................................................................... 5 3.2. Clasificación taxonómica del banano ........................................................... 5 3.3. Descripción botánica Banano ....................................................................... 6 3.4. Características botánicas .............................................................................. 6 3.4.1. Raíz ............................................................................................................ 6 3.4.2. El tallo ....................................................................................................... 6 3.4.3. Hojas .......................................................................................................... 7 3.4.4. Cormo ........................................................................................................ 7 3.4.5. Frutos ......................................................................................................... 7 3.4.6. Raquis ........................................................................................................ 8 3.5. Labores culturales ......................................................................................... 8 3.5.1. Deshoje ...................................................................................................... 8 3.5.2. Deshermane ............................................................................................... 9 3.5.3. Deshije ....................................................................................................... 9 3.5.4. Enfunde del racimo ................................................................................... 9 3.5.5. Fertilización ............................................................................................. 10 3.5.6. Control de malezas .................................................................................. 10 3.5.7. Apuntalamiento ....................................................................................... 11 3.5.8. Riego ....................................................................................................... 11 3.6. Cosecha, post cosecha y transporte del banano .......................................... 11 3.6.1. Cosecha ................................................................................................... 11 3.6.2. Post cosecha ............................................................................................ 12 3.6.3. Muestreo y control ................................................................................... 12 3.6.4 Desflore .................................................................................................... 12 3.6.5. Inspección de calidad .............................................................................. 12 3.6.6. Lavado del racimo ................................................................................... 12 VIII 3.6.7. Desmane .................................................................................................. 13 3.6.8. Saneo o clúster ......................................................................................... 13 3.6.9. Lavado y desleche ................................................................................... 13 3.6.10. Pesaje y clasificación ............................................................................. 13 3.6.11. Fumigación y tratamiento ...................................................................... 14 3.6.12. Etiquetado .............................................................................................. 14 3.6.13. Empaque ................................................................................................ 14 3.6.14. Tapado ................................................................................................... 14 3.7. Principales enfermedades producidas por hongos ...................................... 14 3.7.1. Marchitez (Fusarium oxisporum f. cubense) ........................................ 14 3.7.2. Sigatoka negra (Mycosphaerella fijiensis) ............................................. 15 3.7.3. Control químico sigatoka negra (Mycosphaerella fijensis) .................... 15 3.8. Clasificación de los hongos nematófagos .................................................. 16 3.8.1. Hongos atracadores de nemátodos .......................................................... 16 3.8.2. Hongos endoparásitos en nemátodos ...................................................... 16 3.8.3. Hongos parásitos de huevos .................................................................... 16 3.8.4. Hongos productores de toxinas enemigos naturales de nemátodos ........ 16 3.9. Enfermedades producidas Bacterias ........................................................... 17 3.9.1. Pudrición negra (Erwinia carotovora) .................................................... 17 3.10. Enfermedades producidas Virus. .............................................................. 17 3.10.1. El virus del rayado del banano (Banana streak virus ) ...................... 17p 3.11. Plagas que afectan al cultivo de Banano .................................................. 18 3.11.1. Picudo negro (Cosmopolites sordidus germar) .................................... 18 3.11.2. Cochinilla (Dysmicoccus texensis) ....................................................... 18 3.11.3. Escamas (Diaspis boisduvalii) .............................................................. 18 3.11.4. Mosca blanca (Aleurothrixus floccosus maskell) ................................ 19 3.12. Nemátodo fitoparásito .............................................................................. 19 3.12.1. Taxonomía (Radopholus similis) .......................................................... 19 3.12.2. Ciclo de vida del nemátodo ................................................................... 20 3.12.3. Daños causados por nemátodos ............................................................. 20 3.13. Principales nemátodos en el cultivo de banano ........................................ 20 3.13.1. Nemátodos enroscado (Rotylenchulus reniformis) .............................. 20 IX 3.13.2. Nemátodo barrenador (Radopholus similis) ......................................... 21 3.13.3. Nemátodo lesionador (Pratylenchus spp) ............................................. 21 3.13.4. Nemátodo Espiral (Helicotylenchus spp) ............................................. 21 3.13.5. Nemátodo de Agalla (Meloidogyne spp) .............................................. 22 3.13.6. Muestreo ................................................................................................ 22 3.13.7. Control químico en nemátodos .............................................................. 23 3.13.8. Counter .................................................................................................. 23 3.13.9. Solvigo (Thiamethoxam ) ..................................................................... 25 3.14. Productos biológicos como agentes biocontroladores de nemátodos ...... 25 3.14.1. Control biológico ................................................................................... 25 3.14.2. Yuramic ................................................................................................. 25 3.15. Producto orgánico como agente biocontrolador de nemátodos ................ 26 3.15.1. Maxfun .................................................................................................. 26 VI. MARCO METODOLÓGICO ........................................................................ 27 4.1. Materiales ................................................................................................... 27 4.1.1. Localización de la investigación ............................................................. 27 4.1.2. Situación geográfica y climática ............................................................. 27 4.1.3. Zona de vida ............................................................................................ 27 4.1.4. Material experimental .............................................................................. 27 4.1.5. Materiales de campo ................................................................................ 28 4.1.6. Materiales de oficina ............................................................................... 28 4.2. Métodos: ..................................................................................................... 29 4.2.1. Factor en estudio ..................................................................................... 29 4.2.2. Tratamientos ............................................................................................ 29 4.2.3. Tipo de análisis ........................................................................................ 29 4.2.4. Procedimiento .......................................................................................... 30 4.3.1. Altura de la planta (AP) ........................................................................... 30 4.3.2. Longitud de la hoja (LH) ......................................................................... 30 4.3.3. Diámetro de pseudotallo (DPS) ............................................................... 30 4.3.4. Número de hojas (NH) ............................................................................ 31 4.3.5. Número de raíces atacadas por nemátodos (NRAN) ............................... 31 4.3.6. Número de raíces funcionales (NRF) ...................................................... 31 X 4.3.7. Peso de raíces atacadas por nemátodos (PRAN) ..................................... 31 4.3.8. Peso de raíces funcionales (PRF) ............................................................ 32 4.3.9. Porcentaje de raíces atacadas por nematodos (PRAM) ........................... 32 4.3.10. Porcentaje de raíces funcionales (PRF) ................................................. 32 4.3.11. Evaluación de fauna macro (EFM) ....................................................... 32 4.4. Manejo del experimento ............................................................................. 33 4.4.1. Determinación de parcelas ...................................................................... 33 4.4.2. Control de maleza .................................................................................... 33 4.4.3. Selección de las plantas a evaluar ........................................................... 33 4.4.5. Riego ....................................................................................................... 33 4.4.6. Deshoje .................................................................................................... 34 4.4.7. Aplicación de los nematicidas químico, biológico y orgánico ................ 34 4.4.8. Evaluación del nemátodo después de la aplicación ................................. 34 4.4.9. Análisis envió al laboratorio .................................................................... 34 4.4.10. Muestreo de raíces en banano ............................................................... 35 V. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ..................................................................... 36 5.1. Altura de planta (AP) ................................................................................. 36 5.1.2. Longitud de hoja (LH) ............................................................................. 38 5.1.3. Diámetro de pseudotallo (DPS) ............................................................... 40 5.1.4. Número de hojas (NH) ............................................................................ 42 5.1.5. Número de raíces atacadas por nemátodos (NRAN) y (NRF) ................ 44 5.1.6. Peso de raíces atacadas por nemátodos (PRAN) y funcionales (PRF) .... 46 5.1.7. Porcentaje de raíces muertas (PRM) y funcionales (PRF) ...................... 48 4.1.8. Evaluación de macro fauna (EFM) ......................................................... 50 5.1.9. Análisis de correlación y regresión. ........................................................ 52 V. COMPROBACIÓN DE HIPÓTESIS ...................................................... 54 VII. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES ........................................... 55 7.1.1. Conclusiones ........................................................................................... 55 7.1.2. Recomendaciones .................................................................................... 57 BIBLIOGRAFÍA ................................................................................................... 58 ANEXOS XI ÍNDICE DE CUADROS Cuadro No. Detalle Pag. 1 Prueba de Fisher y Tukey al 5% para la variable altura de planta al inicio, 60 y 120 días de inicio del ensayo. 36 2 Prueba de Fisher y Tukey al 5% para la variable longitud de hoja; al inicio, 60 y 120 días de inicio del ensayo. 38 3 Prueba de Fisher y Tukey al 5% para la variable diámetro de seudotallo; al inicio, 60 y 120 días de inicio del ensayo. 40 4 Prueba de Fisher y Tukey al 5% para la variable número de hojas; al inicio, 60 y 120 días del ensayo. 42 5 Prueba de Fisher al 5% para las variables número de raíces atacadas por nemátodos y raíces funcionales al inicio y 120 días de iniciado el ensayo. 44 6 Prueba de Tstudent para las variables peso de raíces atacadas por nemátodos y raíces funcionales al inicio y 120 días del ensayo. 47 7 Prueba de Tstudent para las variables porcentaje de raíces muertas y raíces funcionales al inicio y 120 días del ensayo. 48 8 Densidad relativa por especie y Densidad total de macro fauna al inicio y 120 días del ensayo. 50 9 Resultados del análisis de Correlación y regresión lineal de las variables independientes que presentaron significancia estadística con la altura de planta de banano. 53 XII ÍNDICE DE GRÁFICOS Gráfico No. Detalle Pag. 1 Promedio de altura de planta al inicio, 60 y 120 días del ensayo. 37 2 Promedio de LH al inicio, 60 y 120 días de inicio del ensayo. 39 3 Diámetro de pseudotallo al inicio, 60 y 120 días de inicio del ensayo. 41 4 Número de hojas al inicio, 60 y 120 días del ensayo. 43 5 Número de raíces atacadas por nemátodos y raíces funcionales al inicio y 120 días del ensayo. 45 6 Peso de raíces atacadas por nemátodos y raíces funcionales al inicio y 120 días del ensayo. 47 7 Porcentaje de raíces muertas por nemátodos y raíces funcionales al inicio y 120 días del ensayo. 49 8 Densidad relativa total de macro fauna al inicio y 120 días del ensayo. 51 XIII ÍNDICE DE ANEXOS Anexo No. Detalle 1 Ubicación del ensayo 2 Base de datos 3 Análisis de laboratorio 4 Fotografías del ensayo 5 Glosario de términos técnicos. XIV RESUMEN El cultivo de banano se posiciona como el cuarto cultivo alimenticio más importante del mundo después del arroz, el trigo y el maíz. Proporciona medios de vida y seguridad nutricional a millones de personas en todo el mundo. La presente investigación se desarrolló en el recinto Puerto Pechiche, en la Bananera FRUTADELI; tuvo como objetivos; i) Identificar las características agronómicas que presenta la planta antes y después de los tratamientos aplicados. ii) Identificar la incidencia de nemátodos en cada uno de los tratamientos. iii) Evaluar en cuál de los tratamientos en estudio se obtienen el menor nivel poblacional de nemátodos. Se realizó la prueba de Fisher al 5% y 1%; prueba de Tukey al 5% y análisis de correlación y regresión lineal simple. Los principales resultados obtenidos fueron: Inicialmente las características morfo agronómicas de la musácea en estudio, registró los promedios más elevados de altura de planta, diámetro de pseudotallo en T2 (Maxfun) con 1.79 m y 9.2 cm respectivamente. A los 120 días después de la aplicación de los nematicidas la mayor altura de planta (1.96 m); longitud de hoja (97.1 m); diámetro de pseudotallo (10.1 cm) y numero de hojas por planta (6) se obtuvo con del nematicida biológico Yuramic (T3). La incidencia de nemátodos a nivel radicular al final del ensayo fue de 73.17% en el T1 (Solvigo); 46.92% en el T2 (Maxfun); 72.77% en T3 (Yuramic) y con 79.59% el grupo testigo (T4). La dinámica poblacional en este estudio, tuvo la mayor disminución a los 60 días en todos los tratamientos; es así que el menor nivel poblacional de nematodos se obtuvo en una forma consistente, con la aplicación de Maxfun (T2) con 7600 nematodos en 100 gramos de raíces y con 17 800 individuos a los 60 y 120 días respectivamente seguido en eficiencia del T3: Yuramic. Palabras clave: Comparación; Nematicida; Banano; biológico; orgánico XV SUMMARY Banana cultivation is positioned as the fourth most important food crop in the world after rice, wheat and corn. Provides livelihoods and nutrition security to millions of people around the world. The present investigation was developed in the Puerto Pechiche enclosure, in Bananera FRUTADELI; had as objectives; Identify the agronomic characteristics that the plant presents before and after the applied treatments. Identify the incidence of nematodes in each of the treatments. Evaluate in which of the treatments under study the lowest population level of nematodes is obtained. Fisher's test was performed at 5% and 1%; Tukey test at 5% and correlation analysis and simple linear regression. The main results obtained were: Initially, the morpho-agronomic characteristics of the musacea under study, registered the highest AP averages, pseudostem diameter in T2 (Maxfun) with 1.79 m and 9.2 cm respectively. At 120 days after the application of the nematicides, the highest plant height (1.96 m); sheet length (97.1 m); pseudostem diameter (10.1 cm) and number of leaves per plant (6) were obtained with the biological nematicide Yuramic (T3). The incidence of nematodes at root level at the end of the trial was 73.17% in T1 (Solvigo); 46.92% in T2 (Maxfun); 72.77% in T3 (Yuramic) and with 79.59% the control group (T4). The population dynamics in this study had the greatest decrease at 60 days in all treatments; Thus, the lowest population level of nematodes was obtained consistently, with the application of Maxfun (T2) with 7,600 nematodes in 100 grams of roots and with 17,800 individuals at 60 and 120 days respectively, followed in efficiency by T3: yuramic. Keywords: Comparison; Nematicide; Banana; biological; organic 1 I. INTRODUCCIÓN El cultivo de banano se posiciona como el cuarto cultivo alimenticio más importante del mundo después del arroz, el trigo y el maíz. Proporciona medios de vida y seguridad nutricional a millones de personas en todo el mundo. El banano se cultiva en 150 países de todo el universo en un área de 4,84 M de ha y produce 95,5 TM (Organización, de las Naciones Unidas para la Agricultura y la alimentación. 2020). La producción bananera es uno de los cultivos más rentables y extensos en América Latina y el Caribe, además es el principal rubro de ingresos económicos de exportación agrícola del Ecuador, su demanda se basa en la calidad, de esta forma se ha convertido en una fruta muy consumida en muchos países, debido a sus propiedades nutricionales, constituidas principalmente por macro y micronutrientes, posee también propiedades fitonutritivas y compuestos bioactivos que refuerzan la sa\lud, es un sustento vital para las familias de la región costa del Ecuador. Las perspectivas de crecimiento a nivel mundial, especialmente de Ecuador, principal exportador de la fruta en el mundo es altas (Zhiminaicela, J. 2020). La producción bananera a nivel mundial ha tenido un crecimiento exponencial según el informe de la Organización de las Naciones Unidas para la Alimentación y la Agricultura (2020), sobre el análisis del mercado, determinando que las exportaciones ascendieron a 20,2 millones de toneladas hasta el 2019. Debido principalmente al crecimiento de la producción bananera en Ecuador y Filipinas los mayores exportadores de banano a nivel mundial, estimándose para el año 2028 una proyección de 135 millones de toneladas. Las exportaciones de los países de América Latina y en caribe, tienen fenómenos adversos debido a la influencia de condiciones atmosféricas atribuidas al fenómeno del niño, especialmente en Costa rica, República dominicana, Ecuador y Colombia en el orden perspectivo, provocando sequias para el desarrollo sostenible de los países productores (Garcia, et al. 2020). 2 En el primer trimestre del año 2019, los principales destinos de exportación del banano ecuatoriano fueron la Unión Europea, Rusia, Medio Oriente y Estados Unidos, que en conjunto abarcaron el 77% del total exportado, equivalente a 72'965.248 cajas de 18,14 Kg. En el año 2019 se exportaron 95'267.476 cajas, es decir, hubo incremento de 2,07% comparado con el primer trimestre del 2018, sin embargo en este mismo periodo las exportaciones a la Unión Europea, principal cliente bananero ecuatoriano, registraron una variación negativa de 18,3%, pasando de 33'522.414 a 28'342.151 cajas, el mismo escenario ocurrió con los países del Cono Sur, ya que en 2018 se exportaron 6'164.270 cajas y en 2019 un 7,2% menos, mientras que las exportaciones para Asia Oriental, Europa del Este, África, Oceanía y los países de Asociación Europea de Libre Comercio registraron crecimientos superior al 25%. En el primer semestre del 2020, las exportaciones de banano y plátano fueron de $2.003.206 miles de dólares equivalente a 3.873 miles de toneladas, valores que comparados con el primer semestre del 2019 evidenciaron un crecimiento de 14,8% en miles de dólares y un 7,3% en miles de toneladas. Para el año 2020 el Ministerio de Agricultura y Ganadería – MAG, fijó un valor de exportación de $6,40 dólares la caja, es decir, una variación de 1,6% comparado con el precio del 2019 (Mayorga, F. 2020). Los nemátodos fitoparásitos son un componente importante de la microfauna asociada con la rizosfera de las plantas un total de 132 especies de nemátodos pertenecientes a 54 géneros están asociadas con la rizosfera del banano. Entre ellos, el nemátodo barrenador (Radopholus similis), el nemátodo lesionador de raíces (Pratylenchus), el nematodo espiral ( Helicotylenchus multicinctus ) y el nematodo agallador ( Meloidogyne spp.) son las principales especies que afectan la producción de banano en varias regiones (Organización, de las Naciones Unidas para la Agricultura y la alimentación. 2020). Los nemátodos en banano se trasmiten en los cormos del cultivo al renovar las plantaciones antiguas. La proliferación de este patógeno es de forma exponencial, hay que tener presente el realizar mejoras en la nutrición y llevar a cabo un adecuado manejo de la asepsia al momento de la siembra de nuevas plantaciones y además de 3 evaluar el umbral económico en plantaciones ya establecidas, afectan económicamente al agricultor porque inciden directamente en las raíces donde se absorben los nutrientes esenciales para el desarrollo normal y productivo de los cultivos, son plagas difíciles de combatir y se tiene que convivir permitiendo mantener un nivel tolerable de individuos con las siguientes actividades: Control químico (tóxico), renovación con variedades resistentes, y mantener el umbral económico del cultivo fertilización constante (Izquierdo, M. 2020) Los objetivos planteados en este trabajo investigativo fueron: • Identificar las características agronómicas que presenta la planta antes y después de los tratamientos aplicados. • Identificar la incidencia de nemátodos en cada uno de los tratamientos. • Evaluar en cuál de los tratamientos en estudio se obtienen el menor nivel poblacional de nemátodos. 4 II. PROBLEMA El nemátodo barrenador Radopholus similis es un parásito que afecta a varios cultivos de las familias Musaceas, Poaceas, Solanaceas, en especial al cultivo de banano que completa su ciclo de vida entre 20- 25 días en los tejidos de la raíz y el cormo. Las hembras juveniles y adultas tienen formas móviles que pueden dejar la raíz en caso de condiciones adversas. Los estadios larvales en el suelo pueden fácilmente invadir raíces sanas. La penetración de los nematodos ocurre cerca del ápice radical, pero R. similis puede invadir cualquier porción de la raíz. Al migrar inter e intracelularmente, se alimenta de citoplasma y células de parénquima cortical, causando la destrucción de estos tejidos y lesiones que disminuyen la capacidad de absorción de nutrientes de la planta. El principal problema para la exportación y la comercialización en los mercados locales del país es la presencia de nemátodos ya que es considerada como una plaga, causando reducciones del sistema radicular, retraso en el desarrollo y volcamiento de las plantas y la disminución en la producción, afectando a los productores bananeros de la provincia de los Ríos, limitando la comercialización, generando pérdidas a nivel económico. Los nemátodos provocan reducción del peso del fruto, pudrición de la raíz, y daños indirectos como disminución de la calidad, bajo precio en el mercado. En la presente investigación se determinó los nemáticidas que presentan los mejores resultados en el control eficaz de nemátodos a través de la utilización de nemáticidas químicos (solvigo), biológico (yuramic) y orgánico (maxfun) con similar dosis y de esta manera mejorar su productividad, obteniendo frutos de calidad que redundará en beneficio del productor. https://es.wikipedia.org/wiki/Parasitismo 5 III. MARCO TEÓRICO 3.1. Origen El banano es el nombre común de plantas herbáceas del género de las Musáceas y Según estos investigadores, el banano es considerado como la primera fruta sobre la tierra. Aunque la historia dicta que esta fruta tiene su origen en las regiones de Asia Meridional, específicamente en el Mediterráneo en los años 650 D.C. Sin embargo, investigadores como el doctor Herbert Spiden defiende la teoría de que el banano es originario de las húmedas regiones tropicales del sur de Asia, incluyendo el noreste de la India, Burma, Cambodia y partes de la china del Sur, así como las islas mayores de Sumatra, Java, Borneo, las Filipinas, Malasia e Indonesia, en los que los tres últimos aún son altos productores de esta fruta lo sostuvo (Zambrano, C. 2020). 3.2. Clasificación taxonómica del banano Reino: Plantae División: Magnoliophyta Clase: Liliopsida Orden: Zingiberales Familia: Musaceae Género: Musa y Ensete Secciones: Australimusa (Musa textiles), Callimusa (Musa coccinea), Rhodochlamys (Musa ornata ), Eumusa (Musa acuminata) Fuente: (Arévalo, C. 2018). 6 3.3. Descripción botánica Banano La planta de banano es una hierba perenne de gran tamaño. Se la considera una hierba porque sus partes aéreas mueren y caen al suelo cuando termina la estación de cultivo, y es perenne porque de la base de la planta surge un brote llamado hijo, que reemplaza a la planta madre. El término utilizado para designar a la planta madre, sus hijos y el rizoma subterráneo es mata. Lo que parece ser el tronco es, en realidad, un pseudotallo (Vézina, A. 2020). 3.4. Características botánicas 3.4.1. Raíz Posee raíces superficiales que se distribuyen en una capa de 30-40 cm, concentrándose la mayor parte de ellas en los 15-20 cm. La planta tiene raíces de color blanquecino, su diámetro está entre los 5 y 8 mm, su longitud es variable, ya que dependerán de la función de la nutrición y de las condiciones, estas podrían alcanzar entre 3 a 5 metros (Bolívar, B. 2019). 3.4.2. El tallo El tallo verdadero de la planta es un rizoma tuberoso, que se encuentra un poco o todo bajo la superficie del suelo. El tallo es donde se originan las yemas vegetativas que darán una nueva planta, cada hijo crece en la base del borde del cormo y es independiente de la planta madre una vez que empieza a producirse hojas verdaderas y se puede autoabastecer. Es un rizoma grande, almidonado, subterráneo, que está coronado con yemas; éstas se desarrollan una vez que la planta ha florecido y fructificado. A medida que cada chupón del rizoma alcanza la madurez, su yema terminal se convierte en una inflorescencia al ser empujada hacia arriba desde el interior del suelo por el alargamiento del tallo, hasta que emerge arriba del pseudotallo (Arévalo, C. 2018). 7 3.4.3. Hojas La hoja es el principal órgano fotosintético de la planta, cada hoja emerge desde el centro del pseudotallo como un cilindro enrollado. El extremo distal de la vaina foliar que se está alargando se contrae hasta formar un pecíolo, más o menos abierto dependiendo del cultivar. El pecíolo se convierte en la nervadura central, que divide el limbo en dos láminas medias. La parte superior de la hoja (haz) recibe el nombre de superficie abacial (envés) mientras que la inferior recibe el nombre de superficie abacial. Las primeras hojas rudimentarias producidas por un hijo en crecimiento se llaman hojuelas. Las hojas en estado maduro, que se denominan hojas verdaderas, constan de vaina, pecíolo, nervadura central y limbo. En las láminas, las nervaduras van en paralelo en una forma de s larga, desde la nervadura central hasta el margen (Saltos, C. 2020). 3.4.4. Cormo Son yemas vegetativas que darán una nueva planta, cada hijo crece en la base del cormo y es totalmente dependiente de la planta madre. El cormo en realidad es el verdadero tallo del banano, en el cual se da origen las hojas que parten de un meristemo apical ubicado en la parte superior de dicho cormo. El tallo se compone de gran cantidad de entrenudos, los cuales son cortos de longitud a la vez que se encuentran cubiertos externamente por la base de las hojas y de nudos que brotan de las raíces adventicias (Muñoz, M. 2020). 3.4.5. Frutos Durante el desarrollo del fruto estos se doblan geotrópicamente, según el peso de este, determinando esta reacción la forma del racimo. Los plátanos son polimórficos, pudiendo contener de 5-15 manos, cada una con 6-20 frutos, siendo su color amarillo verdoso, amarillo, amarillo-rojizo o rojo. Los plátanos comestibles son de partenocarpia vegetativa, o sea, desarrollan una masa de pulpa comestible sin ser necesaria la polinización. Los óvulos se atrofian pronto, pero pueden reconocerse en la pulpa comestible (InfoAgro. 2022). 8 3.4.6. Raquis El raquis o pedúnculo floral, también conocido como pinzote o vástago, tiene una forma helicoidal y es el responsable del sostén de los racimos, al momento de la producción este se convierte en un remanente de gran volumen, este residuo por su valor nutricional puede ser reincorporado en el suelo, mediante compostaje, humus, y lixiviado, (líquido producido por la descomposición del raquis) es una forma de aprovechar un residuo del cultivo dentro de un esquema de agricultura limpia y eficiente (eco-eficiente), para el manejo de algunas enfermedades en plantas y como suplemento de la fertilización foliar y edáfica además de ser un excelente controlador de plagas y patógenos y es más beneficioso como lixiviado que como compostaje (FAO. 2022). 3.5. Labores culturales 3.5.1. Deshoje El deshoje consiste en remover las hojas que no están aportando al desarrollo de la planta y el racimo. Es una práctica muy importante para controlar la diseminación de la Sigatoka. Consiste en eliminar las hojas secas, dobladas, enfermas, manchadas y las que estorban al racimo. Para esto se utiliza un machete afilado. Se identifica las hojas que se van a cortar. Si las hojas están muy altas se utiliza un podón. Existen dos formas de hacer los deshojes, cuando la parte afectada no es mayor que la mitad de la hoja se procede a hacer un despunte cortando solo la parte afectada. Cuando la parte afectada es mayor que la mitad de la hoja se hace un deshoje completo. Los cortes muy localizados cirugía son aún muy recomendados. El deshoje se hace por lo menos cada 7 días. El deshoje el método de control cultural más efectivo para el control de la Sigatoka negra. Además, mantiene la plantación con buena aireación y luminosidad. Esta práctica asegura una mayor producción y una mejor calidad en los racimos (Benítez, P. 2017). 9 3.5.2. Deshermane Esta actividad es muy parecida al deshije, pues se realiza el mismo proceso con la diferencia que se lo efectúa cuando se logra identificar los brotes buenos con los débiles (por lo general a los cuatro meses). Esta práctica consiste en identificar y eliminar todos aquellos brotes o plantas hermanos que se encuentran en una planta madre productiva y que si no se las eliminará llegarán a ser plantas madres débiles y de baja producción, que por lo general son llamados hijos de agua (Saavedra, J. 2017). 3.5.3. Deshije Consiste en la “selección eliminando hijos que se creen que no logran dar una producción deseada. Los hijos que se seleccionen deberán ser los más desarrollados y vigorosos y que se encuentren en posición adecuada con la planta madre y las demás plantas. A cada planta madre se debe dejar un hijo próximo y este a su vez una yema activa (nieto) que será una unidad de producción con el fin de que se deje generaciones de plantas. Otro autor lo define como una práctica cultural cuyo interés es “controlar la densidad poblacional adecuada por unidad de superficie” y seleccionando los mejores hijos con un buen espaciamiento entre plantas sin dañar su distribución. Un buen deshijado (adecuado y eficiente) se logra aumentar la producción durante su ciclo (Saavedra, J. 2017). 3.5.4. Enfunde del racimo El enfunde es una labor con grandes beneficios ayuda a obtener una fruta más limpia y de calidad, debido a que protege al racimo del daño ocasionado por productos químicos, por hojas e insectos, este trabajo es elaborado de forma manual, es realizado a las dos semanas de brotado y consiste en colocar una funda perforada de polietileno al racimo. El amarre de la funda al racimo se lo hace con cintas plásticas como piola de cabuya o piola de algodón. Además, el enfunde establece un microclima propicio para el desarrollo del racimo del banano (Unda, M et al. 2018). 10 3.5.5. Fertilización Existen 16 elementos esenciales para la planta, estos elementos se subdividen en elementos Primarios, que son los que el cultivo requiere en grandes cantidades. Estos son: Nitrógeno (N), Fosforo (P) y Potasio (k). Elementos Secundarios, estos se requieren en cantidades menores a los primarios y son el Calcio (Ca), Magnesio (M) y Azufre (S). Elementos Terciarios que son aquellos que la planta requiere en mínimas cantidades como: Cobre (Cu), Hierro (Fe), Manganeso (Mn), Molibdeno (Mo), Cloro (Cl), y Sodio (Na). Las primeras fases de crecimiento de las plantas son decisivas para el desarrollo futuro, por tanto, es recomendable en el momento de la siembra utilizar un fertilizante rico en fósforo. Cuando no se haya realizado abonado inicial, la primera fertilización tendrá lugar cuando la planta tenga entre 3 y 5 semanas, recomendándose abonar al pie en vez de distribuir el abono por todo el terreno, ya que esta planta extiende poco las raíces. Nuevas alternativas de fertilización utilizando abonos orgánicos como complemento de la fertilización química; estos además de proveer de algunos elementos mejoran la estructura del suelo aumentando la aireación, la actividad microbial, y ayuda a regular el pH del suelo, fortaleciendo los medios naturales de defensa de las plantas (InfoAgro. 2022). 3.5.6. Control de malezas Existe dos formas de control de las malezas ya sea de forma manual por medio de rozas con machete y moto guadaña, o con productos químicos mediante la aplicación de plaguicidas en las malezas del terreno y sus alrededores de manera permanente, para evitar así la competitividad por nutrientes y que se conviertan en albergadores de plagas, como el Mal de Panamá, Nematodos, Sigatoka Negra, entre otros. Para adquirir mayor eficiencia es preciso organizar las labores por medio de ciclos con un calendario que se deberá cumplir puntualmente durante todo el año (Unda, M et al. 2018). 11 3.5.7. Apuntalamiento El apuntalado se hace necesario en todas aquellas plantas con racimo para evitar su caída ocasionando pérdida de fruta. Algunos de los materiales que se utilizan para el apuntalado son la caña de bambú, caña brava, pambil, alambre, piola de yute y piola de plástico nylon. Los más generalizados son la caña de bambú y la caña brava, utilizándose dos palancas o cuajes según la variedad cultiva colocados en forma de tijera con el vértice hacia arriba, en posición tal que no tope con el racimo. Consiste en sostener con sunchos o cujes la planta una vez parido el racimo y así evitar se caiga por el peso. (Villamar, R. 2017) 3.5.8. Riego El riego puede ser aplicado por gravedad (gran cañón) o subfoliar, dependiendo del sistema a emplearse, de la cantidad de agua disponible, del tipo del suelo, de su topografía, de la disponibilidad económica de la fertilidad del suelo. La cantidad o frecuencia del riego dependen de la calidad de agua, tipo de suelo, necesidades de cultivo, sistema utilizado, principalmente, de la cantidad y distribución de las lluvias. Lo ideal es regar diariamente para 7 mantener la capacidad de campo en los 120 cm de profundidad. (Carrera, J. 2020) 3.6. Cosecha, post cosecha y transporte del banano 3.6.1. Cosecha El proceso de cosecha inicia un día antes, cuando las matas seleccionadas son marcadas y tienen una edad de barrida entre 13 semanas máximo. La cosecha implica un conjunto de procedimientos para la conservación de la fruta, los cuales son: el retiro de los puntales de la planta, virado de la mata para cortar el racimo, arrumada del racimo, amarre del racimo en la garrucha para ser transportado, destalle de la mata cosechada y por último la fruta cosechada es transportada a la planta procesadora de alimentos los cuales pasaran por un proceso de control en la 12 empacadora para determinar si cumplen con todos los requisitos (Villamar, R. 2017). 3.6.2. Post cosecha Las prácticas de post cosecha del banano consisten en alistar la fruta aplicando buenas prácticas agrícolas, para obtener un producto de excelente calidad. A continuación, se detalla el procesamiento de la fruta: 3.6.3. Muestreo y control Hace referencia a los registros que posee la hacienda sobre la fruta como son: peso, edad, longitud del dedo, defectos de la fruta y calibración (Unda, M et al. 2018). 3.6.4 Desflore Es la eliminación de las flores secas que se encuentran en la punta de los dedos del racimo que va a ser desmanado y se comienza el desflore por la mano inferior de manera manual, girando alrededor del racimo (Carrera, J. 2020). 3.6.5. Inspección de calidad Es la verificación de la consistencia de la almendra, la medición del tamaño del dedo, de la madurez y de la sanidad del banano, evitando así racimos con defectos de proporción (Unda, M et al. 2018). 3.6.6. Lavado del racimo Se elimina materiales contaminantes y presencia de plagas como cochinilla, escamas, entre otros, mediante el lavado con agua a presión de los racimos (Unda, M et al. 2018). 13 3.6.7. Desmane Se lo realiza con un cuchillo curvo o cortador semicircular, llamado cuchareta, se efectúa realizando un solo corte limpio sin dejar otros cortes ni desgarres. El corte se lo realiza lo más cerca posible al tallo dejando suficiente corona, las manos son colocadas cuidadosamente en el tanque de desmane. A medida que se va desmanando, se procede a retirar los protectores. Se debe evitar el uso de madera y otros materiales que no permitan la limpieza y desinfección adecuada (Carrera, J. 2020). 3.6.8. Saneo o clúster Es una actividad que se ejecuta en la tina de desmane y se basa en la separación de las manos en clúster con 4 a 8 dedos, realizando un corte limpio de la corona, eliminando los dedos con defectos, para luego colocar los clúster en la tina de lavado (Unda, M et al. 2018). 3.6.9. Lavado y desleche Los clúster son trasladados por un flujo de agua continuo en una tina, donde se encuentran los seleccionadores de fruta. En la tina se coloca un líquido para que remueva el látex del banano, el mismo que actúa mientras recorre la fruta por la tina, hasta ser lavados para remover cualquier tipo de suciedad, manchas e insectos o eliminar algún clúster que presente estropeo o rasguño (Unda, M et al. 2018). 3.6.10. Pesaje y clasificación Para el pesaje y clasificación se retiran los clúster de la tina y son pesados mediante una balanza calibrada, son colocados en una bandeja diseñada especialmente para la fruta, donde se asienta el número de clúster o clúster según el peso solicitado caja (Unda, M et al. 2018). 14 3.6.11. Fumigación y tratamiento Se procede aplicar a la corona de los gajos una solución de sulfato de aluminio y fungicida para prevenir el desarrollo de hongos que da paso a la descomposición de la corona durante el transporte y almacenamiento (Carrera, J. 2020). 3.6.12. Etiquetado Se procede a poner las etiquetas distintivas en los dedos interiores de los clúster, el etiquetado dependerá del mercado a exportar (Unda, M et al. 2018). 3.6.13. Empaque Se lo realiza en cajas de cartón corrugado elaborado bajo especificaciones y dimensiones establecidas según el peso a empacarse, la distancia a la que se va a ser transportada la fruta y las condiciones del mercado consumidor. Uso de papel absorbente en la base de la caja y separadores para un buen empaque de 16 la fruta ya sea en tres filas o cuatro filas, según el tamaño de la fruta, siempre los clúster, grandes, medianos y pequeños (Carrera, J. 2020). 3.6.14. Tapado La tapa de cartón es colocada preservando que los orificios de ventilación de ésta y el fondo coincida (Unda, M et al. 2018). 3.7. Principales enfermedades producidas por hongos 3.7.1. Marchitez (Fusarium oxisporum f. cubense) Es considerada la enfermedad más destructiva de las musáceas a través de la historia; el patógeno al ingresar a la planta afecta la absorción y translocación de agua y nutriente, ya que bloquea el sistema vascular de la planta. Al no realizarse los procesos fisiológicos, la planta presenta marchitez gradual hasta morir, este 15 proceso puede durar semanas o meses dependiendo del grado de infección de la enfermedad. Internamente las raíces y los cormos se observan color café oscuro; en grados de afectación alta está coloración se puede observar en el pseudopeciolo y vena central de la hoja (Vargas, A et al. 2017). 3.7.2. Sigatoka negra (Mycosphaerella fijiensis) La enfermedad llamada Sigatoka negra produce pérdidas económicas en el cultivo y bajo rendimientos producidos por este hongo han dado lugar a problemas de inseguridad alimentaria especialmente en los sectores agrícolas, la Sigatoka negra produce reducciones severas en el rendimiento de este cultivo en la que disminuye el área fotosintética de la fisiología y una diminución severa en el llenado del fruto. Esta enfermedad provoca lesiones en las hojas dando una mancha necrótica en lo que puede llevar a una reducción de área foliar a toda la planta infectada, este hongo lleva a generar pérdidas económicas para el productor, se encontró que este hongo tuvo impacto en la calidad del fruto, especialmente por el fruto que se madura prematuramente al ser atacado por este hongo. La fruta de banano se cosecha típicamente en una etapa pre climatérica verde antes de venta es importante para la cosecha que el hongo influye en la postcosecha (Torres, H. 2017). 3.7.3. Control químico sigatoka negra (Mycosphaerella fijensis) La principal herramienta para el manejo del hongo es el combate químico. Se ejecuta mediante la alternancia de mezcla fúngicas protectantes y sistémicos. Sin embargo, se ha establecido que el patógeno ha perdido sensibilidad a fungicidas sistémicos de ciertos grupos químicos por lo que en el mercado se han incorporado otros fungicidas del grupo de aminas y anilinopirimidinas. Emplear fungicidas bajo condiciones de alta presión; Efectuar práctica de desoje fitosanitario en épocas de alta presión; Ejecutar prácticas de rotación de fungicidas; Utilizar emulsificante y fijadores; Observar las condiciones climáticas apropiadas para la realización de las aplicaciones aéreas de fungicidas (Muñoz, F. 2015). 16 3.8. Clasificación de los hongos nematófagos 3.8.1. Hongos atracadores de nemátodos Estos forman distintos órganos de captura a partir de la especialización de sus hifas. Existen dos mecanismos diferentes en la función de las trampas: adhesivos y mecánicos, sea cual sea el mecanismo el hongo penetra la cutícula del nematodo por la trampa, formando el bulbo de infección dentro del nemátodo a partir del cual las hifas tróficas crecen dentro del cuerpo y digieren sus contenidos. Los géneros comunes de hongos atrapadores de nematodos son Arthtrobotrys y Monacrosporium (Romero, J. 2018). 3.8.2. Hongos endoparásitos en nemátodos A menudo son parásitos obligados, su forma de infección es mediante esporas (zoospora y conidio), las cuales pueden ser ingeridas o se adhieren a la cutícula del nematodo estas estructuras germinan dentro del nemátodo para finalmente invadirlo completamente. Por ejemplo, las zoosporas de Catenaria ssp. se enquistan sobre el nematodo y penetra su cutícula, conidios adhesivos de Drechmeria coniospora o los conidios ingeridos de Harposporium spp (Romero, J. 2018). 3.8.3. Hongos parásitos de huevos Estos hongos producen aspersorios que son estructuras de infección en los extremos de las hifas que se adhieren a la cubierta del huevo, la cual es penetrada para posteriormente infectar el huevo de nematodo. Los géneros más comunes de este grupo son Pochonia spp, Paecilomyces spp (Romero, J. 2018). 3.8.4. Hongos productores de toxinas enemigos naturales de nemátodos Estos hongos secretan una toxina que inmoviliza a los nemátodos antes de la penetración de las hifas a la cutícula. El hongo más común de este grupo es el descomponedor de madera Pleurotus ostreatu, Pleurotus spp (Romero, J. 2018). 17 3.9. Enfermedades producidas Bacterias 3.9.1. Pudrición negra (Erwinia carotovora) Entre los principales problemas fitosanitarios que afectan la calidad del fruto destacan las enfermedades fúngicas ocasionadas por podredumbre de la punta del cigarro Verticillium theobromae, además enfermedades bacterianas como la pudrición interna del fruto causada por Pseudomonas spp. y finalmente tenemos a la pudrición suave del fruto Erwinia carotovora. En la podredumbre de la punta del fruto de banano, la superficie de la lesión se cubre de blanco las esporas que se tornan de color rosado o marrón según su maduración, dando a la punta del dedo una apariencia de color grisáceo, que generalmente es asociado con la podredumbre de la punta del cigarro. La pulpa sufre una pudrición seca y se momifica. La pudrición suave del dedo es una enfermedad pre-cosecha y en pocos casos en las primeras semanas después de emitida la bellota del fruto de banano, que puede causar severas pérdidas en producción. El agente causal es la bacteria Erwinia carotovora, la cual es un habitante nativo en las plantaciones de banano (Loor, S. 2020). 3.10. Enfermedades producidas Virus. 3.10.1. El virus del rayado del banano (Banana streak virus ) Es una de las principales enfermedades que existen en las plantaciones de bananos, sin que tenga mucha incidencia en el cultivo de plátano. Las afectaciones pueden llegar a ser severas si no se toman las medidas tanto preventivas como de saneamiento al detectar los primeros síntomas. La expresión de los síntomas por BSV se manifiestan en dependencia del cultivo y las condiciones ambientales, variando de moteado discreto hasta necrosis letal. Los más comunes son líneas continuas y discontinuas cloróticas o rayas amarillas, que van desde el nervio central hacia el margen de la hoja. Los síntomas pueden observarse concentrados o esporádicos (Martinez, E. 2018). https://www.ecured.cu/Banano https://www.ecured.cu/Pl%C3%A1tano https://www.ecured.cu/S%C3%ADntoma 18 3.11. Plagas que afectan al cultivo de Banano 3.11.1. Picudo negro (Cosmopolites sordidus germar) Es una de las principales plagas insectil que afecta bananos y plátanos (Musa spp.) en el mundo. Las larvas forman galerías en el cormo, interrumpen el transporte de agua y nutrientes, por lo que debilitan las plantas y las hacen más susceptibles a la entrada de otros patógenos, lo que conduce a una baja productividad y al acortamiento de la vida útil de las plantaciones (Garcia, D. 2019). 3.11.2. Cochinilla (Dysmicoccus texensis) La cochinilla se deriva de la secreción de cera blanca o harina que cubre el cuerpo de las ninfas y las hembras adultas son las cuales se alimentan succionando la sabia de la planta. Es un insecto chupador, se alimenta de la savia y generalmente se ubica en las partes nuevas de los tallos y hojas. Pero cuando alcanza la fruta daña la calidad al momento de picar la cascara, provocando manchas, siendo uno de los problemas como es la estética, existiendo un motivo de rechazo en la fruta para la exportación (Aucapeña, G. 2021). 3.11.3. Escamas (Diaspis boisduvalii) Es también conocida en el gremio bananero como escama blanca. Es un insecto plaga chupador, ya que las ninfas se alimentan de savia y a través de sus glándulas epiteliales secretan una cera formando un escudo que la fortalece. Con la absorción de la savia, la planta se deshidrata, pierde peso y sus características propias, así como también al alimentarse de los frutos de banano se producen las manchas verdosas, causando serios conflictos, ya que los países importadores rechazan en su totalidad la fruta, si es que esta llega con algún tipo de plaga (Diaz, C. 2020). 19 3.11.4. Mosca blanca (Aleurothrixus floccosus maskell) La mosca blanca son plagas chupadoras de la savia de las plantas, interfiere con las labores de fotosíntesis de los cultivos, y puede causar daños indirectos, a partir de las picaduras para su alimentación. Además, la mosca blanca también segrega una sustancia, que interfieren o impiden el proceso de fotosíntesis de la planta y favorece el desarrollo del hongo causante de la fumagina. Como consecuencia de la acción de la mosca blanca, es frecuente el amarilleamiento de las hojas, el debilitamiento de la planta y la formación de frutos de baja calidad (Futur, Crop. 2019). 3.12. Nemátodo fitoparásito Se han reportado aproximadamente 150 especies de nemátodos asociados al género Musa spp. Sin embargo, los de mayor importancia son: Radopholus similis Cobb y las especies pertenecientes a los géneros: Pratylenchus spp, Helicotylenchus spp, Pratylenchus spp y Meloidogyne spp (Romero, J. 2018). 3.12.1. Taxonomía (Radopholus similis) Reino: Animalia Filo: Nematoda Clase: Secernentea Subclase: Diplogasteria Orden: Tylenchida Familia: Pratylenchidae Género: Radopholus Especie: R. similis 20 3.12.2. Ciclo de vida del nemátodo Los nemátodos en su mayoría, tiene cuatro estados juveniles y el adulto. El estado J1 se desarrolla dentro del huevo, luego muda la cutícula y luego de 8 a 10 días emerge el J2. Los estados J2, J3 y J4 también mudan la cutícula hasta llegar al estado adulto entre 10 y 13 días. El estado J2 y la hembra adulta son infectivos y tienen formas móviles que pueden abandonar las raíces en condiciones adversas, llegando al suelo para parasitar nuevamente raíces sanas. El movimiento de los juveniles y las hembras es estimulado por factores nutricionales, ya que necesitan tejido sano para alimentarse. Después de iniciar su alimentación, R. similis completa su ciclo de vida entre 20 y 25 días en los tejidos de las raíces y cormos a una temperatura entre 24 y 32°C (Rendon, L. 2020). 3.12.3. Daños causados por nemátodos Se alimenta y reproduce en las células de la corteza de las raíces y del cormo, perfora con su estilete las paredes de las células corticales y se alimenta sobre el citoplasma, formando cavidades dentro de las raíces. Cuando las células son destruidas, el nematodo migra y las cavidades se unen formando lesiones de color mamón-rojizo sobre las raíces. Las plantas afectadas por R. similis, presentan una reducción sustancial de su sistema radicular que impide el transporte vascular de agua y nutrimentos (Roosvelt, A. 2020). 3.13. Principales nemátodos en el cultivo de banano 3.13.1. Nemátodos enroscado (Rotylenchulus reniformis) Esta especie se alimenta de las raíces y es de hábito semiendoparasítico sedentario. Ataca fundamentalmente a las raíces secundarias del plátano y banano, destruyendo los tejidos del xilema, lo que se manifiesta con una fuerte necrosis que se observa con claridad en las raíces delgadas, que en corto tiempo se sombrean totalmente y mueren. Esto provoca un debilitamiento general de la planta, clorosis y 21 marchitamiento del follaje con la reducción progresiva de la producción (Chabla, F. 2021). 3.13.2. Nemátodo barrenador (Radopholus similis) Es un endoparásito migratorio que ocasiona los daños más severos en las plantaciones de banano atacando el rizoma y raíces principales, cuando recién ataca forma lesiones pequeñas de color rojo vinoso y a medida que se alimenta, las lesiones se vuelven necróticas por el ingreso de organismos patógenos (hongos y bacterias), esto impide la absorción normal de agua y nutrientes, lo que causa plantas raquíticas, cloróticas, racimos pequeños y volcamiento de las plantas (Romero, J. 2018). 3.13.3. Nemátodo lesionador (Pratylenchus spp) Son endoparásitos migratorios y han sido registradas ocho especies que afectan las raíces de Musa spp. Siendo Pratylenchus coffeae, la especie más ampliamente distribuida en todo el mundo causando en las raíces principales, daños similares a los de Radopholus similis (Romero, J. 2018). 3.13.4. Nemátodo Espiral (Helicotylenchus spp) Se encuentra en muchas regiones donde se siembran bananos en áreas tropicales donde R. similis está presente, el "nematodo espiral” es de importancia secundaria. Atacan y se alimentan de las células externas de la corteza de la raíz y producen pequeñas y características lesiones necróticas el desarrollo de las lesiones radiculares causadas por H. multicinctus es lento en relación con las producidas por R. similis. Las lesiones en las raíces primarias son superficiales, pequeñas y numerosas líneas de color rojizo a negro (Monar, E. 2020). 22 3.13.5. Nemátodo de Agalla (Meloidogyne spp) Los daños provocados por este nemátodos son la reducción y deformación del sistema radicular y que además de la producción de agallas y células gigantes, las especies de Meloidogyne ocasionan que las raíces fuertemente atacadas sean más cortas que las raíces sanas, poseen menos ramificaciones y menor número de pelos radicales, además las raíces no utilizan agua y nutrientes en la proporción que usa un sistema radicular no infectado. Los elementos vasculares se rompen y se deforman en agallas o nódulos radiculares y el movimiento normal de agua y nutrientes mecánicamente se impide. Cuando se trata de Radopholus similis, Helicotylenchus multicinctus y Pratylenchus spp, el síntoma en las raíces es la presencia de lesiones rojizas acompañadas de necrosis por la invasión de hongos y bacterias (Monar, E. 2020). 3.13.6. Muestreo Las muestras de raíces generalmente deben tomarse con una porción de suelo para evitar la pérdida de humedad de los mismos y la muerte de los nematodos. ✓ Tomar las muestras en áreas periféricas a las áreas dañadas, o en los bordes de las áreas dañadas y afectados donde se concentra el crecimiento de las raíces. ✓ Nunca tome muestras en áreas donde las plantas están muertas. ✓ Coja las raíces que presenten los síntomas iniciales de la infección, no coja las raíces muertas. ✓ Hacer un hoyo de 10 a 20 cm de profundidad dependiendo del cultivo, alrededor del área de crecimiento de raíces, con la ayuda de una pala evitando dañar las raíces. ✓ Tomar la muestra de raíz de las plantas infectadas con una porción de tierra, extraer una muestra de aprox. 25-100 g de raíces por muestra compuesta, en el caso de Musáceas tomar 100g de raíz. ✓ Almacene la muestra así preparada en una bolsa de plástico, bien cerrada para evitar la contaminación. 23 ✓ Colocar una etiqueta identificativa en el exterior de la tapa y rellenar todos los campos con un lápiz o marcador imborrable (Agrocalidad. 2020). 3.13.7. Control químico en nemátodos El uso de productos químicos en el control de nemátodos resulta altamente tóxico y costoso. La aplicación de estos productos es de dos veces al año en promedio con la dosis recomendada por cada casa comercial. El grupo de nematicidas son los Carbamatos Carbofuran y Oxamil y Organofosforados Terbufos, Etroproph, Fenamiphos, Cadusafos, los dos actúan inhibiendo la acetilcolinesterasa de los nemátodos. El uso frecuente de nematicidas modifica la microflora y microfauna del suelo, esto altera la cadena trófica, eliminando los microorganismos antagonistas de los nemátodos fitoparásitos (Espinoza, A. 2017). 3.13.8. Counter Características Ingrediente Activo: Terbufos Nombre Comercial: Counter Grupo: Organofosforado Clase: Insecticida-nematicida Peso Molecular: 288.43 Fórmula molecv v ular: C9H2102PS3 Uso: Insecticida – nematicida de aplicación al suelo Presentaciones: 15 Kg 24 Composición Química: S-tert-butylthiomethyl 0,0-diethyl phosphorodithioate = 15.00%, Inertes = 85.00 %, Total = 100.00% Descripción: Es un insecticida-nematicida sistémico organofosforado con acción de contacto y estomacal. Es un inhibidor de la colinesterasa. Equipo de Aplicación: Es un insecticida-nematicida que se aplica con una granuladora de espalda o de acople al tractor. Cuando se maneja o aplica este producto debe usarse la ropa y equipo de protección completa: guantes, botas de hule, sombrero, overol, anteojos, 28 mascarilla, delantal plástico en la espalda, camisa de manga larga y pantalón largo, Lave la ropa usada en la aplicación con abundante agua y jabón. Al lavar esta ropa no se la debe mezclar con la de uso normal. El equipo de aplicación debe calibrarse antes de cada aplicación recibiendo mantenimiento adecuado. Para cualquier tipo de aplicación o manejo de counter debe usarse la ropa y equipo de protección. Forma de Aplicación de la Mezcla: Aplicar counter solo, asegurándose la buena distribución del producto. Nunca se recomienda mezclar con sustancias de naturaleza alcalina. Agentes Nemátodos: Pratylenchus spp, Trichodorus spp, Criconemoides spp, Meloidogyne spp. Insectos: Gusano de la raíz Diabrotica spp, Gusano cortador Agrotis spp, Spodoptera spp, Gusano de alambre Elateridae, Taladrador del tallo Diatraea spp, Joboto o gallina ciega Phyllophaga spp, Chinche Blissus leucopterus, Afidos Aphididae, Cochinilla de la raíz Geoccus coffea, Dysmococus brevipes, Pulguilla Epitrix spp. Ácaros: Araña roja, Tetranychus spp; Trips: Trips, Tripidea Intervalo de Aplicación: 1 a 3 veces por año. Intervalo de Reingreso al Área Tratada: Esperar 48 horas después de la aplicación para el área tratada. Fitotoxicidad: No es fitotóxico si se usa en la forma recomendada. Compatibilidad: Counter 15 gr no es compatible con productos de fuerte alcalinidad (Cedeño, F. 2017). 25 3.13.9. Solvigo (Thiamethoxam ) Es un insecticida nematicida que controla diferentes especies de nemátodos en el cultivo banano como Radopholus similis (Barrenador de raíces), dejando una película de protección en el suelo y en las raíces. Es un producto con registro en el control de las 3 principales plagas de importancia en el cultivo de banano como nemátodos, Cochinillas, picudo negro. Se debe aplicar 1.8 l/ha o 1.24 ml/planta banano – 145 l/ha (para asegurar una aplicación de 100 ml de solución: producto más agua, por planta de banano), con un promedio de población de 1450 plantas/ha (Andrade, A. 2020). 3.14. Productos biológicos como agentes biocontroladores de nemátodos 3.14.1. Control biológico Como todo organismo vivo, los nemátodos son atacados por parásitos o depredadores, con el uso de estos organismos se puede mantener baja la población de nemátodos fitoparásitos. Los organismos parásitos y depredadores se encuentran los: protozoarios los cuales causan un daño letal a los nemátodos, también existen las amebas, pero su control ha sido desarrollado solo a nivel de laboratorio (Valter, J. 2017). 3.14.2. Yuramic Es un bioestimulante radicular y foliar que posee metabolitos que ayudan a controlar plagas y enfermedades de suelo y follaje que inhibe e invade el crecimiento de la germinación de esporas. Es eficiente y tiene numerosas aplicaciones agrícolas por ejemplo favorecen la germinación de semillas incrementan la floración aumentan el crecimiento y desarrollo de los frutos incrementan la biomasa mejoran la estructura física de los suelos (Agrimportec. 2022). 26 ✓ Posee Metabolitos que ayudan a controlar plagas y enfermedades de suelo y follaje por ejemplo Hongos Virus y Bacter ✓ Inhibe e invade el crecimiento de la germinación de esporas. ✓ Promueve la secreción de fitohormonas ✓ Tienen efectos en el crecimiento vegetal a través de: la síntesis de hormonas vegetales: auxinas, citocininas, giberelinas. ✓ Sintetizan sideróforos involucrados en la disponibilidad del Fe ✓ Solubilizan fósforo 3.15. Producto orgánico como agente biocontrolador de nemátodos 3.15.1. Maxfun Es una maceración de restos vegetales, como raíces, tubérculos, hojas y jugo de ciertas frutas. Ingrediente Activo: Extracto de Jengibre que permite incrementar la actividad enzimática y el metabolismo de las plantas. Este compuesto orgánico vegetal estimula el desarrollo de las plantas y le permite superar periodos de estrés, basado en un adecuado balance enzimático y fisiológico (Ecuaquimica. 2020). 27 VI. MARCO METODOLÓGICO 4.1. Materiales 4.1.1. Localización de la investigación País Ecuador Provincia Los Ríos Cantón Ventanas Parroquia Puerto Pechiche Localidad Bananera FRUTADELI 4.1.2. Situación geográfica y climática Altitud 28 msnm. Latitud 1.434558 Longitud 79.457731 Temperatura máxima 32º C Temperatura mínima 19º C Temperatura promedio 26ºC Precipitación mediana 2000 mm Humedad Relativa 74% Clima Trópico húmedo Fuente: (Db,Cyty. 2021) 4.1.3. Zona de vida La zona de vida corresponde al bosque tropical seco (b t s). (Holdridge.1947) 4.1.4. Material experimental Plantas de banano variedad Valery y nematicida químico, biológico y orgánico. 28 4.1.5. Materiales de campo • Overol • Mascarilla • Guantes • Botas de caucho • Pintura y brocha • Piola • Excavadora • Palilla • Funda plástica 18 x 10 • Cinta métrica y flexómetro • Balanza • Mapas de la finca • Libreta de campo • Vehículo • Machete • Barra • Frascos de vidrio • Dosificadora • Carteles • Spray pintura • Estacas • Canecas de 20 litros 4.1.6. Materiales de oficina • Cuadernos, lápices y lapiceros • Copias e Impresiones • Computadora portátil • Cámara fotográfica 29 • Internet • Pendrive • Laminas Amarilla A4 • Folder • Marcador Permanente • Calculadora • Regla • Papel boom • Zoom 4.2. Métodos: 4.2.1. Factor en estudio Nemáticidas 4.2.2. Tratamientos Se consideró un tratamiento a cada nemáticida que fueron aplicados en esta investigación. Tratamientos Nemáticidas T1 Solvigo 1,4ml / planta T2 Maxfun 1,4ml / planta T3 Yuramic 1,4ml / planta T4 Testigo absoluto 4.2.3. Tipo de análisis • Prueba de Fisher al 5% y 1% • Prueba de Tukey al 5% y 1% • Análisis de correlación y regresión lineal simple 30 4.2.4. Procedimiento Número de tratamientos 4 Área neta parcela tratamiento 1.848m² Área neta parcela de investigación 2.520m² Área total del ensayo 10.080m² Número de hileras por tratamiento 10 Número de plantas por hilera 36 Número de plantas por tratamiento 360 Número de plantas total a investigar 1440 Distanciamiento de plantación 2.8x 2.5m Densidad /ha 1428 plantas 4.3. Métodos de evaluación y datos tomados 4.3.1. Altura de la planta (AP) Dato que se evaluó en el inicio del ensayo, en 20 plantas seleccionadas al azar de banano con su bellota recién emitida, las mismas que se tomó altura (hijo) al inicio, 60 y 120 días después de la aplicación del tratamiento, con una cinta métrica se midió desde la base del suelo hasta la altura de la V (unión de la nueva hoja 1 con la hoja 2). 4.3.2. Longitud de la hoja (LH) Se evaluó en 20 plantas de banano tomadas al azar con la ayuda de una cinta métrica se midió desde el peciolo hasta el ápice de la hoja, dato que fue expresado en metros, esta actividad se realizó al inicio, 60 y 120 días. 4.3.3. Diámetro de pseudotallo (DPS) Variable que fue evaluada en el inicio del ensayo mediante la utilización de un calibrador vernier se procedió a medir el diámetro del pseudotallo en la parte central de la planta en 20 plantas por cada uno de los tratamientos, dato que se registró en cm al inicio, 60 y 120 días. 31 4.3.4. Número de hojas (NH) Mediante conteo directo en una muestra en 20 plantas tomadas al azar por parcela al inicio, 60 y 120 días. 4.3.5. Número de raíces atacadas por nemátodos (NRAN) Variable que fue evaluada en un hoyo de profundidad de 30 cm por 15 cm de largo x 30 cm de ancho, se procedió a recolectar de los cuatro cuadrantes la muestra con la ayuda de un palín luego se colocaron en una funda plástica con cierre la muestra y de inmediato se llevó al laboratorio para su respectivo análisis y se contabilizó las raíces atacadas por nemátodos esta actividad se realizó al inicio y 120 días después de la aplicación de tratamientos. 4.3.6. Número de raíces funcionales (NRF) Variable que fue tomada en un hoyo de profundidad de 30 cm por 15 cm de largo x 30 cm de ancho se procedió a recolectar de los cuatro cuadrantes la muestra con la ayuda de un palín luego colocamos en una funda plástica con cierre la muestra y de inmediato se llevó al laboratorio para su respectivo análisis y se contabilizo las raíces funcionales esta actividad se realizó al inicio y 120 días después de la aplicación de tratamientos. 4.3.7. Peso de raíces atacadas por nemátodos (PRAN) Variable que fue evaluada en un hoyo con una profundidad de 30 cm por 15 cm de largo x 30 cm de ancho se procedió a recolectar la muestra del hoyo y se colocó en una funda plástica para luego llevarla al laboratorio y posteriormente se pesó en la balanza todas las raíces atacadas por nemátodos esta actividad se realizó al inicio y 120 días después de la aplicación de tratamientos. 32 4.3.8. Peso de raíces funcionales (PRF) Variable que fue tomada con una profundidad de 30 cm por 15 cm de largo x 30 cm de ancho se procedió a recolectar del hoyo y se colocó en una funda plástica y posteriormente se pesó en la balanza todas las raíces funcionales, esta actividad se realizó al inicio y 120 días después de la aplicación de tratamientos. 4.3.9. Porcentaje de raíces atacadas por nematodos (PRAM) Variable que fue evaluada la muestra de cada tratamiento por separado, para enviarlas al laboratorio, para determinar el porcentaje de raíces muertas al inicio y 120 días, se aplicó la siguiente fórmula matemática. Peso raíces muertas (g) %RM=------------------------------- x 100 Peso total de raíces (g) 4.3.10. Porcentaje de raíces funcionales (PRF) Variable que fue tomada la muestra de cada tratamiento por separado, para enviarlas al laboratorio, para determinar el porcentaje de raíces funcionales al inicio y 120 días, se aplicó la siguiente fórmula matemática. Peso raíces funcionales (g) %RF=------------------------------- x 100 Peso total de raíces (g) 4.3.11. Evaluación de fauna macro (EFM) Variable que se registró en un metro cuadrado al inicio, 60 y 120 días después de la aplicación las mismas que fueron puestas en un frasco de vidrio con alcohol para luego contabilizar las diferentes especies. 33 4.4. Manejo del experimento 4.4.1. Determinación de parcelas Esta actividad se realizó utilizando caña guadua de 1.50 m de largo, las misma que fueron colocadas a los extremos de cada parcela, una distancia de 24 m de largo y 100 m de ancho con la ayuda de una excavadora. 4.4.2. Control de maleza Control manual: Esta actividad se realizó en forma manual se procedió a limpiar las plantas de banano en el suelo para su posterior aplicación de los nematicida. Control químico: Se realizó utilizando Glifosato en una dosis de 250 cc por bomba de mochila de 20 litros de agua. Las aplicaciones fueron cada 60 días de acuerdo a la población de malezas. 4.4.3. Selección de las plantas a evaluar Esta actividad se realizó en 20 plantas tomadas al azar con su bellota recién emitida con un spray de color blanco se marcaron las plantas en cada uno de los tratamientos. 4.4.4. Control de sigatoka ( Mycosphaerella fijiensis) Aplicar fungicidas de contacto como Mancozeb o fungicidas sistémicos como Tebuconazole. La idea es alcanzar el máximo número de hojas para la cosecha. Otra opción muy recomendable es preparar el caldo sulfocálcico para aplicación. 4.4.5. Riego El riego se realizó por aspersión subfoliar, cuyos aspersores tuvieron un caudal de 680,21 L/hora, el espaciamiento entre ellos fue de 12 m y entre laterales 14 m, con eficiencia de aplicación de 90%. 34 4.4.6. Deshoje Se eliminó las hojas secas, dobladas, enfermas, manchadas. Para esta actividad utilizamos un machete afilado. Para las hojas muy altas se utilizó un podón 4.4.7. Aplicación de los nematicidas químico, biológico y orgánico Para la aplicación de los tratamientos se utilizó una bomba mochila pulverizadora de capacidad de 20 litros con una boquilla abanico debidamente calibrada para efectuar las aplicaciones por tratamiento y repetición. Se aplicaron a los tratamientos designados: • Solvigo 1,4 ml (2 litros por ha) en solución de 100 cc por planta con bomba de mochila, boquilla de abanico 90-08 • Maxfun 1,4 ml (2 litros por ha) en solución de 100 cc por planta con bomba de mochila, boquilla de abanico 90-08 • Yuramic 1,4 ml (2 litros por ha) en solución de 100 cc por planta con bomba de mochila, boquilla de abanico 90-08. 4.4.8. Evaluación del nemátodo después de la aplicación Después de las aplicaciones se continuó con un muestreo de 20 plantas (al azar) tratadas a los 60 y 120 días pos-aplicación, el muestreo consistió en la colección de toda raíz extraída de una excavación frente al hijo 30 cm de largo por 15 cm de ancho y 30 cm profundidad, para enviar a laboratorio y posterior su identificación de la raza de los nemátodos. 4.4.9. Análisis envió al laboratorio Se enviaron las muestras de las raíces de banano al laboratorio para su respectivo análisis. 35 4.4.10. Muestreo de raíces en banano Se tomó una muestra de 20 plantas seleccionadas al azar, todas ellas recién florecidas y que tuvieron un hijo de sucesión de 1,50 a 2,0 m de altura. En el hijo, a 5 cm de distancia de la base de la planta madre, se realizó un hoyo de 30 cm largo x 15 cm ancho x 30 cm. 36 V. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 5.1. Altura de planta (AP) Cuadro No 1. Prueba de Fisher y Tukey al 5% para la variable altura de planta al inicio, 60 y 120 días de inicio del ensayo Altura de planta Antes (NS) 60 días (**) 120 días (**) Tratamientos Promedio Promedio Promedio T4 (Testigo) 1.76 1.79 1.81 A B C T2 (Maxfun) 1.79 1.82 1.83 A B BC T3 (Yuramic) 1.78 1.89 1.96 A A A T1 (Solvigo) 1.78 1.82 1.86 A B B Media: 1.77 m 1.83 m 1.86 m CV: 8.42% 4.63% 5.43% ** significativo p ≤ 0.01 * significativo p ≤ 0.05 NS no significativo p > 0.05 37 Gráfico No. 1. Promedio de altura de planta al inicio, 60 y 120 días del ensayo Según la prueba de Fisher realizada para evaluar la variable altura de planta (AP), al iniciar el ensayo el análisis mostró que no existe una diferencia estadística significativa (NS) entre tratamientos; mientras que a los 60 días y 120 días de la aplicación de los nematicidas hubo un efecto altamente significativo (p < 0.01) (Cuadro 1 y Gráfico 1). La media general al inicio fue de 1.77 m; a los 60 días se obtuvo 1.83 m y a los 120 días se registró una altura de 1.86 m de plantas de banano variedad Valery. Al inicio del ensayo existió similitud estadística en altura de planta entre tratamientos; sin embargo, numéricamente hubo una ligera diferencia entre T2 (Maxfun) (1.79 m) y T4 (Testigo) (1.76 m) que fueron los promedios más altos y bajos respectivamente. De acuerdo con la prueba de Tukey al 5% realizada para comparar medias de tratamientos a los 60 y 120 días, en una forma consistente la evaluación mostró la mayor altura en el T3 (Yuramic) con 1.89 m y 1.96 m, respectivamente; mientras que los menores promedios a través del tiempo fue determinado en el testigo (T1) con 1.79 m y 1.81 m respectivamente (Cuadro 1 y Gráfico 1). 1 1,3 1,6 1,9 2,2 Inicio 60 días 120 días 1 ,7 8 1 ,8 9 1 ,9 6 1 ,7 9 1 ,8 2 1 ,8 3 1 ,7 8 1 ,8 2 1 ,8 6 1 ,7 6 1 ,7 9 1 ,8 1 T3 (Yuramic) T2 (Maxfun) T1 (Solvigo) T4 (Testigo) 38 El mayor incremento de altura de planta se la obtuvo con el empleo de Yuramic; esto es debido a que este nematicida biológico en su concentración dispone de N- P-Ca lo cual contribuyo a incrementar esta variable; esta inferencia es corroborada por Agrimportec (2022), el cual menciona que Yuramic es un Cóctel de microorganismos benéficos que controlan a hongos, bacterias y nematodos del suelo que causan daños a las raíces; además mejora la eficiencia y aprovechamiento de los fertilizantes del suelo. 5.1.2. Longitud de hoja (LH) Cuadro No 2. Prueba de Fisher y Tukey al 5% para la variable longitud de hoja; al inicio, 60 y 120 días Longitud de hoja Inicio (NS) 60 días (NS) 120 días (**) Tratamientos Promedio Promedio Promedio T4 (Testigo) 87.2 85.2 84.5 A A B T3 (Yuramic) 86.2 90.2 97.1 A A A T1 (Solvigo) 85.6 88.9 89.9 A A B T2 (Maxfun) 84.3 87.7 88.1 A A B Media: 85.8 cm 88 cm 89.9 cm CV: 10.25% 7.40% 7.72% ** significativo p ≤ 0.01 NS no significativo p > 0.05 39 Gráfico No. 2. Promedio de longitud de hoja al inicio, 60 y 120 días de inicio del ensayo Para variable longitud de hoja, de acuerdo a la prueba de Fisher, se menciona que para los tratamientos no se registró diferencias estadísticas significativas (NS) en las dos primeras evaluaciones (inicio y 60 días), no así que a la tercera (120 días) una respuesta altamente significativa (**) de tratamientos, es decir existió un efecto de los nematicidas sobre esta variable analizada (Cuadro 2 y Gráfico 2). Los valores promedios registrados para el largo de hoja de banano al inicio, 60 y 120 días del ensayo, se evaluaron en 85.8 cm; 88 cm y 89.9 cm respectivamente. Esto indica la respuesta intrínseca de la variedad y su desarrollo fenológico en la zona de Ventanas. Los valores matemáticos más elevados registrados por tratamientos al inicio y 60 días de establecido la investigación, se evidenciaron en T4 (Testigo) con 87.2 cm y T3 (Yuramic) con 90.2 cm para cada etapa, mientras que los promedios bajos fueron determinados en T2 (Maxfun) con 84.3 cm y T4 (Testigo) con 85.2 cm en su respectivo orden (Cuadro 2 y Gráfico 2). Al realizar la prueba de Tukey al 5% para separar las medias de tratamientos; se cuantifico la mayor longitud de hoja en T3 (Yuramic) con 97.1 cm y el menor 76 78 80 82 84 86 88 90 92 94 96 98 Antes 60 días 120 días 8 6 ,2 9 0 ,2 9 7 ,1 8 4 ,3 8 7 ,7 8 8 ,1 8 5 ,6 8 8 ,9 8 9 ,9 8 7 ,2 8 5 ,2 8 4 ,5 T3 (Yuramic) T2 (Maxfun) T1 (Solvigo) T4 (Testigo) 40 promedio se identificó en T4 (Testigo) con 84.5 cm a los 120 días (Cuadro 2 y Gráfico 2). Estos resultados permitieron evidenciar la respuesta diferente de los nematicidas químicos y bilógicos sobre el desarrollo fisiológico del banano y claro que esta variable es una característica varietal y depende de la adaptación de la variedad a la zona y desarrollo fenológico del mismo. 5.1.3. Diámetro de pseudotallo (DPS) Cuadro No 3. Prueba de Fisher y Tukey al 5% para la variable diámetro de pseudotallo; al inicio, 60 y 120 días de inicio del ensayo Diámetro de pseudo tallo Inicio (NS) 60 días (*) 120 días (**) Tratamientos Promedio Promedio Promedio T4 (Testigo) 9.1 9.2 9.1 A B B T3 (Yuramic) 9.2 9.7 10.1 A A A T1 (Solvigo) 9.1 9.2 9.3 A AB B T2 (Maxfun) 9.2 9.3 9.3 A AB B Media: 9.1 cm 9.3 cm 9.5 cm CV: 6.76% 5.80% 5.65% ** significativo p ≤ 0.01 * significativo p ≤ 0.05 NS no significativo p > 0.05 41 Gráfico No. 3. Diámetro de pseudotallo al inicio, 60 y 120 días de inicio del ensayo Mediante la prueba de Fisher, los resultados obtenidos para diámetro de pseudotallo se manifiesta que; no se registraron diferencias estadísticas (NS) para tratamientos al inicio del ensayo; mientras que a los 60 y 120 días de evaluaciones se cuantificó una respuesta muy diferente (*) (**); los valores promedios generales del DPS en banano variedad Valery en la zona agroecológica de Ventanas fue de; 9.1 cm; 9.3 cm y 9,5 cm al inicio; 60 y 120 días del ensayo en su respectivo orden (Cuadro 3 y Gráfico 3). Al inicio del ensayo, se evidenciaron rangos de 91.1 cm a 92 cm de DST para todos los tratamientos. Según Tukey el promedio más elevado de diámetro de pseudotallo a los 60 y 120 días de evaluación lo obtuvo en una forma consistente el T3 (Yuramic) con 9.7 cm y 10.1 cm, por el contrario, el promedio más bajo lo obtuvo T4 (Testigo) con 91 cm y 92 cm para cada etapa evaluada (Cuadro 3 y Gráfico 3). 8,6 8,8 9 9,2 9,4 9,6 9,8 10 10,2 Inicio 60 días 120 días 9 ,2 9 ,7 1 0 ,1 9 ,2 9 ,3 9 ,3 9 ,1 9 ,2 9 ,3 9 ,1 9 ,2 9 ,1 T3 (Yuramic) T2 (Maxfun) T1 (Solvigo) T4 (Testigo) 42 5.1.4. Número de hojas (NH) Cuadro No 4. Prueba de Fisher y Tukey al 5% para la variable número de hojas; al inicio, 60 y 120 días del ensayo Número de hojas Inicio (NS) 60 días (NS) 120 días (**) Tratamientos Promedio Promedio Promedio T4 (Testigo) 5 5 5 A A B T3 (Yuramic) 5 5 6 (5.6) A A A T1 (Solvigo) 5 5 5 (5.1) A A B T2 (Maxfun) 5 5 5 (5.3) A A AB Media: 5 hojas 5 hojas 5 (5.3) hojas CV: 5.62% 7.38% 7.18% ** significativo p ≤ 0.01 NS no significativo p > 0.05 43 Gráfico No. 4. Número de hojas al inicio, 60 y 120 días del ensayo Para variable número de hojas, de acuerdo a la prueba de Fisher (0,05) se manifiesta que; los tratamientos no registraron diferencias estadísticas significativas (NS) en las dos primeras evaluaciones (inicio y 60 días), no así que a la tercera (120 días) presentó una respuesta altamente significativa (**) entre tratamientos (Cuadro 4 y Gráfico 4). Los valores promedios registrados para el número de hojas de banano al inicio, 60 y 120 días del ensayo fueron; 5 hojas/planta para todas las etapas. Esto confirma la respuesta intrínseca de la variedad y su adaptación a la zona de estudio. El número de hojas fue de 5 para todos los tratamientos al inicio y 60 días del ensayo (Cuadro 4 y Gráfico 4). Al realizar la prueba de Tukey al 5% para separar las medias de tratamientos; se cuantifico el mayor número de hoja en T3 (Yuramic) con 5.6 (6) y el menor promedio se identificó en T4 (Testigo) con 5 a los 120 días (Cuadro 4 y Gráfico 4). Estos resultados permiteron evidenciar la respuesta diferente de los nematicidas químicos y bilógicos sobre el desarrollo fisiológico del banano y claro que esta 4 4,5 5 5,5 6 6,5 Antes 60 días 120 días 5 5 6,00 5 5 55 5 55 5 5 T3 (Yuramic) T2 (Maxfun) T1 (Solvigo) T4 (Testigo) 44 variable es una característica varietal y depende de la adaptación de la variedad a la zona y desarrollo fenológico del mismo. 5.1.5. Número de raíces atacadas por nemátodos (NRAN) y funcionales (NRF) Cuadro No 5. Prueba de Fisher para las variables número de raíces atacadas por nemátodos y raíces funcionales al inicio y 120 días de iniciado el ensayo Tratamientos Número de raíces Dañadas Funcionales Inicio del ensayo (*) 120 días (**) Inicio del ensayo (**) 120 días (NS) T1 25 23 18 17 A BC A A T2 16 27 8 18 B AB B A T3 19 19 5 15 AB C B A T4 19 30 5 18 AB A B A Media: 19.8 24.8 9 17 CV: 8.01% 5.71% 15.71% 8.32% ** significativo p ≤ 0.01 * significativo p ≤ 0.05 NS no significativo p > 0.05 Gráfico No. 5. Número de raíces atacadas por nemátodos y raíces funcionales al inicio y 120 días del ensayo 25 23 18 17 16 27 8 18 19 19 5 15 19 30 5 18 0 5 10 15 20 25 30 35 Raices dañadas inicio Raices dañadas 120 días Raices funcionales inicio Raices funcionales 120 días T1 (Solvigo) T2 (Maxfun) T3 (Yuramic) T4 (Testigo) 45 Número de raíces atacadas por nemátodos y raíces funcionales al inicio y 120 días del ensayo Según la prueba de Fisher, presentados en el cuadro 1, se puede apreciar el número de raíces afectadas al inicio del ensayo fue diferente (*) entre tratamientos, mientras que a los 120 días existió una respuesta muy diferente (**); mientras que el número de raíces funcionales presentaron diferencias altamente significativas (**) al inicio del ensayo y respuesta similar (NS) a los 120 días; determinándose en una forma similar que la mayor cantidad se observó en T1 con 25 y 18 respectivamente; por el contrario, el menor promedio fue cuantificado en T2 con 16 raíces dañadas y el T3, T4 con 5 raíces funcionales por igual, para esta etapa (Cuadro 5 y Gráfico 5). Al realizar la prueba de Tukey al 5%, se determinó que existe evidencia suficiente para considerar que el efecto de los nematicidas fue diferente al final del ensayo sobre las variables analizadas (120 días). En términos generales, a los 120 días existió una ligera reducción del NRAN en T1 con 2 raíces, mientras que los demás tratamientos incrementaron este número, siendo notorio en el T4 (testigo) y T2 con un incremento de 11 raíces afectadas (Cuadro 5 y Gráfico 5). El número de raíces funcionales presentes por planta luego del control con nematicidas, registraron un incremento, con excepción del T1 que se redujo en 1 unidad al cabo del periodo de investigación. Con la aplicación del tratamiento 2 (Maxfun) se alcanzó el mayor número de raíces funcionales (18) sin diferir numéricamente del grupo testigo (18), no así que el T3 (Yuramic) registro el más bajo NRF que fue de 15 (Cuadro 5 y Gráfico 5). En el inicio de este ensayo se identificó raíces afectadas por cuatro géneros de nematodos; Radopholus similis Pratylenchus spp Helycotylenchus spp y los nematodos no parasíticos Rhabditidae. A los 120 días de evaluación a más de los nematodos existentes apareció el género Meloidogyne spp (Anexo 4). 46 Cabe señalarse que en el análisis de laboratorio de las raíces de banano al inicio del ensayo se encontró una alta población de nematodos existentes en las muestras; por el contrario, a los 60 días de haber realizado la aplicación de los diferentes nematicidas, se redujo la población a una incidencia media con excepción de aquel que fue aplicado SOLVIGO (T1) que se mantuvo alta. A los 120 días del ensayo la incidencia de nematodos en 100 ml de muestra fue nuevamente alta; como así lo indican los análisis de laboratorio (Anexo 4). Mención aparte se hace sobre el grupo de musácea testigo, las cuales inicialmente presentaron una incidencia media de nematodos, la cual se mantuvo hasta los 60 días; esto se debe a que los nematos presentes por ser endoparásitos móviles, están obligados a permanecer en las raíces por un corto periodo de tiempo, variando en cada muestreo, además hay que considerar que los niveles poblacionales dependen de la época de muestreo, ciclo fenológico del cultivo de banano y condiciones climáticas. 5.1.6. Peso de raíces atacadas por nemátodos (PRAN) y funcionales (PRF) Cuadro No 6. Prueba de Fisher para las variables peso de raíces atacadas por nemátodos y raíces funcionales al inicio y 120 días del ensayo Tratamientos Peso de raíces Dañadas Funcionales Inicio del ensayo (**) 120 días (**) Inicio del ensayo (**) 120 días (**) T1 34.45 90.69 14.49 33.25 B B B B T2 40.62 57.31 9.97 64.84 B C B A T3 43.01 154.62 3.97 57.85 B A C A T4 54.66 71.24 21.44 29.68 A C A B Media: 43.2 93.5 12.5 46.4 CV: 6.55% 3.78% 11.34% 5.49% ** significativo p ≤ 0.01 47 Gráfico No. 6. Peso de raíces atacadas por nemátodos y raíces funcionales al inicio y 120 días del ensayo Al realizar la prueba de Fisher se determinó que, existieron diferencias altamente significativas (**) entre tratamientos en cuanto a la variable peso de raíces a través del tiempo; en promedio general existieron 43 gramos de raíces atacadas por nematodos y 12.5 (13) gramos de raíces funcionales al inicio del ensayo, luego de aplicar los tratamientos se registró 93.5 gramos de raíces dañadas y 46.4 de raíces funcionales. Estas diferencias nos demuestran claramente la efectividad de los nematicidas en el control de los mismos y su contribución al incremento de raíces funcionales (Cuadro 6). Según la prueba de Tukey al 5%, los pesos más elevados de raíces atacadas por nematodos se evaluaron en el grupo testigo (T4) con 54.66 g y T3: Yuramic con 154.62 g, tanto al inicio y final del ensayo respectivamente. Por el contrario, los promedios más bajos se identificaron en el T1: SOLVIGO con 34.45 g y T2: Maxfun con 57.31 g para cada etapa de evaluación. En cuanto al número de raíces funcionales existió un incremento hasta el final del ensayo, es así que; el T4 al inicio registró el peso más elevado de esta con 21,4 gramo y al final su máximo exponente fue T2 con 64.8 gramos y los más bajos se 3 4 ,4 5 9 0 ,6 9 1 4 ,4 9 3 3 ,2 5 4 0 ,6 2 5 7 ,3 1 9 ,9 7 6 4 ,8 4 4 3 ,0 1 1 5 4 ,6 2 3 ,9 7 5 7 ,8 5 5 4 ,6 6 7 1 ,2 4 2 1 ,4 4 2 9 ,6 8 0 20 40 60 80 100 120 140 160 180 Raices dañadas inicio Raices dañadas 120 días Raices funcionales inicio Raices funcionales 120 días T1 (Solvigo) T2 (Maxfun) T3 (Yuramic) T4 (Testigo) 48 determinó en el T3 y testigo (T4) con 3.97 y 29.68 gramos para las 2 etapas de evaluación (Cuadro 6 y Gráfico 6). Se encontró que el peso de las raíces afectadas fue mayor que las funcionales; siendo los más sobresalientes en el control el T2 y T3 (Yuramic); los que presentaron el peso más alto al final del ensayo, esto se debe a que quizá dichas raíces presentaron mayor cantidad de agua con respecto a las demás; cabe destacarse que en las muestras extraídas no se encontraron raíces muertas. 5.1.7. Porcentaje de raíces muertas (PRM) y funcionales (PRF) Cuadro No 7. Prueba de Fisher para las variables porcentaje de raíces muertas y raíces funcionales al inicio y 120 días del ensayo Tratamientos Porcentaje de raíces Muertas Funcionales Inicio del ensayo (*) 120 días (**) Inicio del ensayo (**) 120 días (**) T1 (Solvigo) 70.4 73.17 29.6 26.83 B A A B T2 (Maxfun) 80.3 46.92 19.7 53.08 AB B B A T3 (Yuramic) 91.54 72.77 8.46 27.23 A A C B T4 (Testigo) 71.82 70.59 28.18 29.41 B A AB B Media: 78.5 65.9 21.5 34.1 CV: 5.62% 4.80% 9.87% 9.26% ** significativo p ≤ 0.01 * significativo p ≤ 0.05 49 Gráfico No. 7. Porcentaje de raíces muertas por nemátodos y raíces funcionales al inicio y 120 días del ensayo Al realizar la prueba de Fisher para evaluar la variable porcentaje de raíces muertas y funcionales, se determinó que existieron diferentes y muy diferentes las respuestas de los nematicidas sobre esta variable, es así que se obtuvo como media general un 78.5% y 65.9% de raíces dañadas al inicio y 120 días del ensayo; mientras que el 21.5% y 34.1% corresponde a las raíces funcionales para estos dos periodos de evaluación. Según la prueba de Tukey al 5%, realizada para evaluar los porcentajes de raíces afectadas y funcionales de banano, se determinó que; el mayor índice de raíces afectadas por los cuatro géneros de nematodos fue el T3 con 91,54% al iniciar el ensayo; mientras que al final fue T1 con el 73.17%; los menores porcentajes estuvieron distribuidos en el T1 con 70.4% y T2 con el 46.92% para los dos periodos de muestreos (Cuadro 7 y Grafico 7). En cuanto al porcentaje de raíces funcionales al iniciar el ensayo se determinó que; el más alto fue el del grupo T1 con 29.6% y el más bajo se cuantifico en T3 8.46%; por el contrario, al finalizar el ensayo se identificó que la mayor cantidad de raíces funcionales lo tuvo el T2 con 53.08% y el más bajo en el T1 con un 26.83% (Cuadro 7 y Gráfico 7). 7 0 ,4 0 % 7 3 ,1 7 % 2 9 ,6 0 % 2 6 ,8 3 % 8 0 ,3 0 % 4 6 ,9 2 % 1 9 ,7 0 % 5 3 ,0 8 % 9 1 ,5 4 % 7 2 ,7 7 % 8 ,4 6 % 2 7 ,2 3 % 7 1 ,8 2 % 7 0 ,5 9 % 2 8 ,1 8 % 2 9 ,4 1 % 0% 10% 20% 30% 40% 50% 60% 70% 80% 90% 100% Raices dañadas inicio Raices dañadas 120 días Raices funcionales inicio Raices funcionales 120 días T1 (Solvigo) T2 (Maxfun) T3 (Yuramic) T4 (Testigo) 50 Como se infirió en la anterior variable no existieron raíces muertas en los muestreos realizados en este ensayo, esto debido al control que realizan periódicamente en la bananera; sin embargo, si existieron presencia de los mismos, se pudo observar las raíces atacadas por los nematodos presentaron cambios de color, de tonos rojizos y negros. En base a los resultados obtenidos y considerándose que el cultivo fue explotado durante 25 años se concluye que; la mejor alternativa para el control de nematodos y desarrollo fisiológico del banano es la aplicación de Yuramic, cada 60 días; ya que este nematicida biológico a más de poseer en su composición N-P-Ca, pone a disposición microorganismos benéficos que contribuyen a re