UNIVERSIDAD ESTATAL DE BOLÍVAR Facultad de Ciencias Agropecuarias, Recursos Naturales del Ambiente Carrera de Medicina Veterinaria y Zootecnia TEMA: DETERMINACIÓN DEL PARÁSITO (Cheilospirura hamulosa) EN AVES DE CAMPO EN GUARANDA, CHIMBO Y SAN MIGUEL, PROVINCIA BOLÍVAR. Proyecto de investigación previo a la obtención del título de Médico Veterinario y Zootecnia otorgado por la Universidad Estatal de Bolívar a través de la Facultad de Ciencias Agropecuarias, Recursos Naturales y del Ambiente. Carrera de Medicina Veterinaria y Zootecnia. AUTORES: Alex Fabricio Flores Cárdenas Paulina Lissette Valverde Guano DIRECTOR: Dr. Danilo Yánez Silva MSc. Guaranda - Ecuador 2022 I II III IV V DEDICATORIA Esta tesis está dedicada a: A mis padres Arsenio y Carmita que mediante su esfuerzo amor y paciencia me han permitido llegar a este momento anhelado, gracias por a ver impartido en mí su trabajo, perseverancia, dedicación, respeto y honestidad permitiéndome ser un hombre de bien. A mis hermanos Danny y Fernanda en quienes me he motivado a nunca desistir, al ser testigo de sus logros, luchas y la manera en la que se superan día a día triunfando en su propia vida y a la vez nunca descuidado su apoyo incondicional a lo largo de este camino. A mi abuelita que, aunque no esté físicamente conmigo gracias por enseñarme que siempre se mira hacia el frente, a nunca rendirse, el verdadero amor incondicional, la confianza y fe en Dios, nos faltó tan poco para poder festejarlo juntos, pero donde quiera que este sé que estaría muy orgullosa de este logro y los muchos que vendrán. Finalmente quiero dedicar esta tesis a todos mis amigos, Luis, María Fernanda, Paulina, Yessenia, Marco y en especial a mi mejor amiga Andrea a la cual aprecio y estimo mucho con la cual hemos fortalecido una amistad a lo largo de nuestra vida Universitaria una amistad incondicional y sincera. Espero poder compartir con ustedes mucho tiempo y festejar innumerables logros en nuestra vida profesional. Alex Fabricio VI DEDICATORIA Este trabajo de investigación va dedicado principalmente a Dios, por haberme dado la vida y permitirme haber llegado hasta este momento tan importante de mi formación profesional. A mi madre MIRIAM GUANO, por ser el pilar más importante durante mi vida, por demostrarme día a día su cariño y apoyo incondicional, además de haberme dado la vida, gracias por confiar en mí, es por ello que he llegado muy alto y seguiré luchando por mas, para un día poder devolverte todo lo que me has dado mamita. Y a mi abuelita Zoila Guato por su apoyo constante, por sus valiosos consejos por su cariño infinito, y por su valentía. Paulina Lissette VII AGRADECIMIENTO En primer lugar, agradezco a Dios por permitirme llegar a este punto de mi vida por haberme brindado paciencia, sabiduría y calma en esta recta final logrando así escalar con éxito un peldaño más en mi vida profesional. A mis padres Arsenio Flores y Carmita Cárdenas que con su lucha constante día a día y con un trabajo honesto nunca permitieron que pasara necesidades, nunca escatimaron con su apoyo, moral, afectivo y económico, lo cual hoy en día no es más que el reflejo de su esfuerzo conjuntamente con el mío. Agradezco de manera especial a cada uno de mis docentes los cuales un día impartieron sus conocimientos en mí y de manera especial al Dr. Danilo Yánez tutor de nuestro proyecto de investigación, al Ing. Rodrigo Yánez del área de Biometría y al Dr. Washington Carrasco redactor técnico, quienes con su paciencia y entrega completa a la docencia nos han permitido culminar esta última fase. También agradezco a mis hermanos Danny y Fernanda por su apoyo incondicional, a mi Tío Roberto Cárdenas por su aporte en mi etapa Universitaria y a mis amigos los cuales se destacaron en mi vida no solo como buenas personas, sino también, como estudiantes que si demostraban entrega, dedicación y responsabilidad en su vida académica. Y finalmente a mi alma Mater Universidad Estatal de Bolívar la cuál fue mi proveedora de alimento intelectual. Alex Fabricio VIII AGRADECIMIENTO Primeramente, doy gracias a Dios por permitirme culminar una etapa en mi vida, por guiarme y darme la fortaleza en momentos de debilidad y dificultad, a mi madre Miriam Guano que ha sido mi apoyo incondicional, por confiar y creer en mí, por los consejos, valores y principios que ha inculcado, y a todos y cada uno de mis familiares que me ha brindado su apoyo incondicional, y aportaron de una u otra manera en mi formación profesional. Mi profundo agradecimiento a todos y cada uno de mis docentes por haber compartido sus conocimientos a lo largo de mi profesión, de manera especial al Dr. Danilo Yánez tutor de nuestro proyecto de investigación, al Ing. Rodrigo Yánez del área de Biometría y al Dr. Washington Carrasco redactor técnico, quienes me han guiado con su paciencia y rectitud como docentes, para desarrollarme como persona y profesional. De igual manera mis agradecimientos a mi querida Universidad Estatal de Bolívar, a la carrera de Medicina Veterinaria y Zootecnia por ser la sede de todo el conocimiento adquirido en estos años. A mi novio que ha estado apoyándome en este proceso de manera incondicional por todo su cariño y comprensión. A mis mejores amigas Yessenia Pallasco y Andrea Muñoz con quienes he compartido momentos buenos y malos, gracias infinitas por siempre estar apoyándome y dando lo mejor de ustedes de manera desinteresada, sé que apenas es el inicio de algo que espero dure toda la vida. Sin duda agradecer a mi compañero de tesis Alex Flores, por haber compartido conmigo todo este proceso de aprendizaje con días buenos y malos, pero sacamos adelante este proyecto. Paulina Lissette IX ÍNDICE Contenido Pág. I INTRODUCCIÓN ................................................................................. 1 II PROBLEMA .......................................................................................... 2 III MARCO TEÓRICO .............................................................................. 3 3.1 Aves de campo......................................................................................... 3 3.1.1 Taxonomía ...................................................................................................... 3 3.1.2 Sistema digestivo del ave .............................................................................. 4 3.1.2.1 Pico y boca............................................................................................... 4 3.1.2.2 Esófago .................................................................................................... 5 3.1.2.3 Buche ....................................................................................................... 5 3.1.2.4 Pro- ventrículo ......................................................................................... 5 3.1.2.5 Ventrículo o molleja ................................................................................ 6 3.1.2.6 Intestino delgado...................................................................................... 6 3.1.2.7 Duodeno................................................................................................... 7 3.1.2.8 Yeyuno..................................................................................................... 7 3.1.2.9 Íleon ......................................................................................................... 7 3.1.2.10 Intestino grueso........................................................................................ 7 3.1.2.11 Ciego ........................................................................................................ 7 3.1.2.12 Colon recto .............................................................................................. 8 3.1.2.13 La cloaca .................................................................................................. 8 3.2 Nematodos ............................................................................................... 8 3.2.1 Cheilospirura Hamulosa................................................................................ 9 3.2.1.1 Taxonomía ............................................................................................... 9 3.2.1.2 Características generales.......................................................................... 9 X 3.2.1.3 Morfología ............................................................................................. 10 3.2.1.4 Ciclo de vida .......................................................................................... 10 3.2.1.5 Patogenia ............................................................................................... 11 3.2.1.6 Lesiones y Síntomas .............................................................................. 11 3.3 Técnica de necropsia en aves................................................................. 11 3.3.1 Procedimientos previos a la necropsia ...................................................... 12 3.3.1.1 Historia Clínica ...................................................................................... 12 3.3.1.2 Elementos de protección general ........................................................... 12 3.3.1.3 Materiales y equipos .............................................................................. 13 3.3.1.4 Manejo del cadáver ................................................................................ 13 3.3.1.5 Examen de necropsia ............................................................................. 14 3.3.1.6 Examen externo ..................................................................................... 14 3.3.1.7 Examen interno in situ ........................................................................... 14 3.3.1.8 Examen sistemático y toma de muestras ............................................... 14 3.4 Método de incubación ........................................................................... 16 3.4.1 Solución salina normal 0,9% ...................................................................... 16 IV MARCO METODOLÓGICO ............................................................ 17 4.1 Materiales .............................................................................................. 17 4.1.1 Lugar de investigación ................................................................................ 17 4.1.2 Situación Geográfica ................................................................................... 17 4.1.3 Zona de vida ................................................................................................. 18 4.1.4 Material experimental ................................................................................. 18 4.1.5 Materiales de campo .................................................................................... 18 4.1.6 Materiales de Laboratorio ........................................................................... 18 4.1.7 Medio de Cultivo ......................................................................................... 19 4.1.8 Materiales de oficina ................................................................................... 19 XI 4.1.9 Instalaciones ................................................................................................. 19 4.2 Metodología ........................................................................................... 20 4.2.1 Factores de estudio ...................................................................................... 20 4.2.2 Variables a analizar ..................................................................................... 20 4.2.3 Bibliográfico ................................................................................................ 20 4.2.4 De campo ...................................................................................................... 20 4.2.5 Descriptiva.................................................................................................... 20 4.2.6 Técnicas ........................................................................................................ 21 4.2.7 Tipo de diseño .............................................................................................. 21 4.3 Procedimiento ........................................................................................ 21 4.3.1 Focalización de la zona de estudio ............................................................ 21 4.3.2 Charla con los propietarios ......................................................................... 21 4.3.3 Examen clínico de las aves ......................................................................... 22 4.3.4 Extirpación del pro-ventrículo y ventrículo. ............................................. 22 4.3.5 Necropsia del pro-ventrículo y ventrículo (molleja) de las aves ............ 22 4.3.6 Determinación de la presencia de Cheilospirura hamulosa mediante Necropsia ...................................................................................................... 22 4.3.7 Toma de muestras de heces ........................................................................ 23 4.3.8 Creación de un cultivo con solución salina isotónica .............................. 23 4.3.9 Determinación de larvas mediante Incubación de huevos de Cheilospirura hamulosa.............................................................................. 23 4.3.10 Monitoreo del cultivo .................................................................................. 23 4.3.11 Análisis de los resultados ............................................................................ 24 V RESULTADOS Y DISCUSIÓN ......................................................... 25 5.1 Edad de las aves ..................................................................................... 25 5.2 Presencia de parásitos por edad de aves ................................................ 26 XII 5.3 Sexo de las aves ..................................................................................... 28 5.4 Presencia de parásitos según el sexo de las aves ................................... 29 5.5 Peso ........................................................................................................ 31 5.6 Presencia de parásitos según el peso de las aves ................................... 32 5.7 Alimentación ......................................................................................... 34 5.8 Sistema de crianza ................................................................................. 35 5.9 Procedencia de las aves ......................................................................... 36 5.10 Presencia de parásitos según su procedencia ......................................... 37 5.11 Métodos de diagnóstico ......................................................................... 38 5.12 Presencia del parásito ............................................................................ 39 5.12.1 Método de necropsia ................................................................................... 39 5.12.2 Método de incubación ................................................................................. 41 VI COMPROBACIÓN DE LA HIPÓTESIS ......................................... 43 VII CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES ................................ 44 7.1 Conclusiones .......................................................................................... 44 7.2 Recomendaciones .................................................................................. 45 BIBLIOGRAFÍA .................................................................................................. 46 XIII INDICE DE CUADROS Cuadro Pág. Cuadro N° 1.- Análisis estadístico de la variable edad de aves pertenecientes al cantón Guaranda, Chimbo y San Miguel……..25 Cuadro N°2.- Análisis estadístico de la presencia de Cheilospirura hamulosa en aves según la edad en Guaranda, Chimbo y San Miguel ............................................................................................. 26 Cuadro N°3.- Análisis estadístico de la variable sexo de aves pertenecientes al cantón Guaranda, Chimbo y San Miguel ........ 28 Cuadro N°4.- Análisis estadístico de la presencia de Cheilospirura hamulosa en aves según su sexo en Guaranda, Chimbo y San Miguel ............................................................................................. 29 Cuadro N°5.- Análisis estadístico de la variable peso de aves; seleccionados para determinación de parásitos de los cantones Guaranda, Chimbo y San Miguel .................................... 31 Cuadro N°6.- Análisis estadístico de la presencia de Cheilospirura hamulosa en aves según su peso en Guaranda, Chimbo y San Miguel ............................................................................................. 32 Cuadro N°7.- Análisis estadístico de la variable alimentación de las aves seleccionados para determinación de parásitos ............................. 34 Cuadro N°8.- Análisis estadístico de la variable sistema de crianza de las aves seleccionados para determinación de parásitos .................... 35 Cuadro N°9.- Análisis estadístico de la variable procedencia de las aves seleccionados para determinación de parásitos ............................. 36 XIV Cuadro N°10.- Análisis estadístico de la presencia del parasito Cheilospirura hamulosa en aves según su procedencia ............... 37 Cuadro N°11.- Métodos de diagnóstico en aves seleccionadas, para determinación de parásitos ................................................................. 38 Cuadro N°12.- Análisis estadístico de la presencia del parasito Cheilospirura hamulosa en aves pertenecientes a los cantones Guaranda, Chimbo y San Miguel .................................... 39 XV INDICE DE GRÁFICOS Gráfico Pág. Gráfico N° 1.- Porcentajes de frecuencia y medias para la variable edad de aves ........................................................................................................ 25 Gráfico N° 2.- Porcentajes de frecuencia para la variable edad de aves con presencia de parásitos ....................................................................... 27 Gráfico N° 3.- Porcentajes de frecuencia para la variable sexo de aves ............ 28 Gráfico N° 4.- Porcentajes de frecuencia para la variable sexo de las aves con presencia de parásitos ................................................................ 30 Gráfico N° 5.- Porcentajes de frecuencia para la variable peso de aves ............ 31 Gráfico N° 6.- Porcentajes de frecuencia para la variable peso de las aves con presencia de parásitos ................................................................ 33 Gráfico N° 7.- Porcentajes de frecuencia para la presencia del parasito en aves según su procedencia ............................................................... 37 Gráfico N° 8.- Porcentajes de frecuencia para la presencia del parasito Cheilospirura en aves pertenecientes al cantón Guaranda, Chimbo y San Miguel ....................................................................... 40 XVI INDICE DE ANEXOS 1.- Lugar de investigación 2.- Lugar de investigación 3.- Lugar de investigación 4.- Lugar para análisis de muestras 5.- Base de datos 6.- Encuesta 7.- Hoja de registro 8.- Fotos del ensayo XVII RESUMEN Determinación del parásito (cheilospirura hamulosa) en aves de campo en Guaranda, Chimbo y San miguel, provincia Bolívar. En esta investigación se planteó los siguientes objetivos: Establecer la presencia del parásito Cheilospirura hamulosa. Determinar si el método de necropsia e incubación ayudan a determinar la presencia del parásito. Identificar los cambios morfológicos del tracto gastrointestinal en aves con Cheilospirura hamulosa. La presente investigación se realizó en el área de laboratorio de la clínica Veterinaria de la Facultad de Ciencias Agropecuarias Recursos Naturales y del Ambiente El factor en estudio fue Cheilospirura hamulosa, las variables evaluadas fueron; Edad, Sexo, Peso, Alimentación, Procedencia del ave, Sistemas de crianza y Método de diagnóstico parasitario. Los principales resultados obtenidos fueron: La población motivo de estudio estuvo comprendido entre 3 y 12 meses de edad; con un peso comprendido entre 2 a 8 lb. El estudio de laboratorio mediante el método de necropsia, nos permitió obtener los siguientes resultados que el 22.5% de aves pertenecientes al cantón Guaranda dieron positivo para Cheilospirura hamulosa; mientras que el 17.5% de animales fueron positivos en el grupo de estudio de Chimbo; finalmente en la tercera localidad, San Miguel existió un 20% de aves con incidencia del nematodo. Finalmente, este ensayo permitió establecer que el método de necropsia contribuye a la determinación de la presencia de Cheilospirura hamulosa en aves de campo; mas no el de incubación con solución salina al 0.9%. . PALABRAS CLAVE: Cheilospirura hamulosa; Aves; Criolla; Necropsia XVIII SUMARY Determination of the parasite (cheilospirura hamulosa) in field birds in Guaranda, Chimbo and San miguel, Bolívar province. In this investigation the following objectives were raised: Establish the presence of the parasite Cheilospirura hamulosa. Determine if the necropsy and incubation method help to determine the presence of the parasite. Identify the morphological changes of the gastrointestinal tract in birds with Cheilospirura hamulosa. The present investigation was carried out in the laboratory area of the Veterinary clinic of the Faculty of Agricultural Sciences, Natural Resources and the Environment. The factor under study was Cheilospirura hamulosa, the variables evaluated were; Age, Sex, Weight, Feeding, Origin of the bird, Breeding systems and Method of parasitic diagnosis. The main results obtained were: The study population was between 3 and 12 months of age; weighing between 2 to 8 lbs. The laboratory study using the necropsy method allowed us to obtain the following results: 22.5% of birds belonging to the Guaranda canton tested positive for Cheilospirura hamulosa; while 17.5% of animals were positive in the Chimbo study group; Finally, in the third locality, San Miguel, there was 20% of birds with an incidence of the nematode. Finally, this trial allowed to establish that the necropsy method contributes to the determination of the presence of Cheilospirura hamulosa in field birds; but not the incubation with 0.9% saline solution. KEY WORDS: Cheilospirura hamulosa; Birds; Creole; Necropsy 1 I INTRODUCCIÓN El parásito Cheilospirura hamulosa también conocido como gusano de la molleja tiene gran importancia veterinaria y de salud pública. Siendo responsable de llegar a causar lesiones graves, como granulomas, petequias, forámenes y nódulos en el ventrículo (molleja), que provocan anemia y una mortalidad significativa en aves de corral criadas sin estabulación. Además, este parásito puede provocar una zoonosis y ser de alto riesgo para el ser humano al no llevar un control del mismo. El nematodo Cheilospirura hamulosa, que se propuso como Spiroptera hamulosa por “Diesing en 1851” y más tarde incluido en el género Cheilospirura “Diesing, 1861” (syn. Acuaria hamulosa), es una especie de la familia Acuariidae y agente etiológico de la queilospirurosis, se reportan infecciones en todo el mundo en pollos, pavos, faisanes, pintadas, codornices y pavos reales, el primer caso reportado de este parasito fue en Irán, el estudio se lo realizo en codornices nativas de la región, a nivel de Sur América la prevalencia reportada de este nematodo por Menezes fue en Brasil. Este parasito presenta un ciclo de vida indirecto el cual requiere de un huésped intermediario en su ciclo de vida. Las hembras grávidas alojadas en la molleja del anfitrión ovocitan diariamente una gran cantidad de huevos los cuales son eliminados del cuerpo de ave a través de las heces. Estos huevos que se encuentran en el medio ambiente exterior son ingeridos por los hospedadores intermediarios ya sea saltamontes, escarabajos o gorgojos en donde eclosionan las larvas para posteriormente ser nuevamente ingeridos por las aves y así se repite el ciclo de vida. En esta investigación se planteó los siguientes objetivos: • Establecer la presencia del parásito Cheilospirura hamulosa. • Determinar si el método de necropsia e incubación ayudan a determinar la presencia del parásito. • Identificar los cambios morfológicos del tracto gastrointestinal en aves con Cheilospirura hamulosa. 2 II PROBLEMA Las aves de traspatio o también conocidas como aves de corral, son consideras como animales domésticos, la principal finalidad de la cría de las aves es el consumo humano y la producción de huevos. Desde la antigüedad han sido criadas de manera tradicional, con escasa infraestructura para su tenencia y baja suplementación alimenticia gran parte del alimento que consumen son granos como el maíz y desperdicios, complementan su dieta con insectos (escarabajos, saltamontes, larvas) y forrajes verdes que encuentran en el campo, siendo este uno de los factores predisponentes para que se manifiesten los parásitos. Uno de los problemas más frecuentes en la crianza o explotación de aves al aire libre son los parásitos, por ello la prevalencia de cargas parasitarias gastrointestinales desconocidas pueden ser elevadas, estos parásitos por lo general afectan en cualquier etapa, por su inexistente control, ya que la mayoría de propietarios no desparasitan a sus aves por diferentes motivos, la falta de conocimiento o simplemente descuido, no son conscientes de las afecciones que puede causar una parasitosis, como baja ganancia de peso, déficit en la producción de huevos e incluso la muerte, estas también pueden afectar directamente a los seres humanos mediante el consumo de vísceras mal cocidas y a otras especies de animales que los rodean, debido a que algunos parásitos pueden ser zoonóticos. Cabe mencionar que el parasito Cheilospirura hamulosa, se encuentra alojado bajo el revestimiento que cubre la porción muscular más delgada de la molleja, y existe escasa información sobre el parásito, en el cantón Guaranda, esto se debe a que no se han realizado estudios anteriores, que aporten datos relevantes de la presencia de este parasito y sus repercusiones, representando así un riego, al no conocer su fisiología y no saber cómo tratar una parasitosis causada por este. Es por ello que se necesita un estudio minucioso sobre la presencia y prevalencia de este parásito. 3 III MARCO TEÓRICO 3.1 Aves de campo 3.1.1 Taxonomía Reino: Animalia Filo: Chordata Clase: Aves Orden: Galliformes Familia Phasianidae Genero: Gallus Especie: G. gallus Subespecie: G. g. domesticus El inicio ancestral de la gallina doméstica (Gallus gallus domesticus), es el Gallus bankiva, proveniente del sudeste asiático a partir del cual se formaron cuatro grupos primarios, ellas son: las asiáticas, las mediterráneas, las atlánticas y las razas de combate (Orozco, 1991). Las gallinas criollas o mestizas llegaron a América con los conquistadores en sus primeros viajes, y por más de 500 años han demostrado su adaptabilidad productiva para las condiciones de la región. El término ave de corral involucra la cría de especies domésticas como pollos, gallinas, gallos, patos, gansos, guajolotes o pavos e inclusive palomas, de una manera rústica y familiar, en oposición a la avicultura, en la que participa una secuencia de técnicas orientadas a la producción industrial (Juarez & Segura, 1999). 4 Las aves criollas están adecuadas a vivir sobre el suelo, donde encuentran sus alimentos naturales, como gusanos, insectos, semillas y materia vegetal (Olivares, 2006). Estas aves poseen cuerpo grande y pesado, así como sus alas cortas incapacitan a la mayor parte de las variedades para el vuelo, excepto a cortas distancias. En cuanto a sus rutinas, las aves de corral son estrictamente diurnas (activas durante el día), gregarias y polígamas; los gallos de las mejores razas de pelea son notorios por su agresividad y valor ante sus rivales. La alta tasa de reproducción de la especie es una característica importante, dado que tanto sus huevos como su carne son estimados como alimento (Juarez & Segura, 1999). 3.1.2 Sistema digestivo del ave Las aves muestran un artefacto digestivo muy diferente a las otras especies. Este es de menor medida, tienen pico, pero no tienen dientes y no mastican, el alimento pasa al buche donde es almacenado y remojado, la molleja o estomago muscular, la cual comúnmente tiene rocas donde el alimento es triturado, luego pasa por medio del intestino delgado, ciego el intestino grueso y la cloaca. La digestión del ave es inmediata necesita de 8 a 12 horas. El proceso de digestión es el proceso donde las proteínas, grasa, y carbohidratos complicados son degradados a la mayor parte de los cambios químicos ocurridos en el alimento al desplazarse por el tracto digestivo (Estrada, 2011). 3.1.2.1 Pico y boca En primer lugar, el aparato digestivo comienza con el pico y la boca, un rasgo característico de la boca es la ausencia de labios y dientes, con un paladar secundario, lengua y la glotis, donde no se produce ninguna masticación, y por donde ingresa el alimento y es tragado entero. 5 3.1.2.2 Esófago Situado entre la tráquea y músculos cervicales, pero pronto se desvía hacia la derecha. En la entrada del tórax, la pared ventral del esófago se expande y forma el buche ubicado hacia la derecha. Es algo amplio y dilatado, esto sirve para acomodar las grandes cantidades de alimentos sin masticar (Toni, 2012). 3.1.2.3 Buche Es un ensanchamiento estructural diversificado, este cumple distintas funciones, pero dos de ellas son las principales: almacenamiento del alimento para el remojo, humectación y maceración de los alimentos y regulación de la repleción gástrica. También colabora al reblandecimiento e inhibición con la saliva y secreción esofágica, gracias a la secreción del moco (Carvajal, 2006). 3.1.2.4 Pro- ventrículo El estómago de las aves es glandular, o sea el órgano secretorio del estómago de las gallinas. Ya que, en su gruesa pared, tiene y está provisto de muchas glándulas gástricas donde la acción de las enzimas ayuda a la degradación de los alimentos ingeridos, para que sean aptos para su asimilación. Los alimentos no se detienen en el pro-ventrículo, no obstante, a su paso por él se genera la mezcla con los jugos gástricos que es secretado por estas glándulas. Integra en gran manera un conducto de tránsito para los alimentos que provienen del buche y que se dirigen hacia el ventrículo. Externamente se encuentra recubierto por el peritoneo, seguida de la túnica musculosa, compuesta de una capa externa, muy fina de fibras longitudinales, y de otra interna de fibras circulares. La mucosa del estómago glandular comprende glándulas bien desarrolladas, visibles macroscópicamente, de tipo único que segrega HCI (ácido clorhídrico) y pepsina (Masaquiza, 2012). 6 3.1.2.5 Ventrículo o molleja La segunda parte del estómago de la gallina es la molleja, de forma oval y tiene dos aberturas, una en la parte superior que le comunica con el pro-ventrículo y la otra en la parte inferior con el intestino delgado. La funcionalidad de la molleja se apoya en triturar los alimentos. Para facilitar su acción trituradora, muchas aves ingieren pequeñas piedrecillas, que después se localizan en la molleja, estas piedrecillas se llaman “grito”, y poseen como funcionalidad auxiliar al proceso de molienda. Además, presenta un pH de 4,06 por lo que tienen una reacción ácida. Es grande y ocupa más de la mitad izquierda de la cavidad abdominal (Castellana, s.f.). Está formada por dos músculos principales, los cuales son la capa córnea y túnica muscular unida a ambos lados por una aponeurosis de aspecto blanco azulado, en su interior está recubierta por una mucosa con pliegues, cuyas glándulas tienen parecido con las glándulas pilóricas de los mamíferos. Sobre esta mucosa se extiende una capa cornea que está formada por el de la secreción de las glándulas del epitelio. La túnica muscular está constituida por dos parejas de músculos que rodean la cavidad gástrica (Castellana, s.f.). La molleja tiene una actividad motora de carácter rítmico, esto genera una contracción de los músculos principales asimétricos que se presionan mutuamente, por lo que el estómago disminuye su longitud en el sentido de su eje mayor al mismo que gira algo. Es así como los alimentos que están situados entre ambos músculos resultan fuertemente comprimidos y simultáneamente molidos y aplastados. 3.1.2.6 Intestino delgado Este se extiende desde la molleja y da origen a los ciegos. Es relativamente largo y tiene un tamaño casi uniforme, se subdivide en: 7 3.1.2.7 Duodeno Este sale del estómago muscular (molleja) por la parte anterior derecha, dirigiendo hacia atrás y abajo a lo largo de la pared abdominal derecha, en el extremo de la cavidad se invierte hacia el lado izquierdo. De esta manera forma un asa intestinal, llamada el asa duodenal que tiene forma de “U”, dichas ramas están enlazadas por restos de mesenterios (Toni, 2012). 3.1.2.8 Yeyuno Comienza en una de las ramas del duodeno, se aparta de la otra, consta de unas diez asas pequeñas dispuestas como una guirnalda y dependiente de una parte del mesenterio, Su longitud y desarrollo dependen del tipo de alimentación, siendo muy largo en las aves granívoras y herbívoras, y más corto en las frugívoras y carnívoras, entre el yeyuno y el íleon se encuentra un vestigio del saco vitelino. Presenta un pH de 7,04 tiene como función absorber algunas sustancias del quimo. 3.1.2.9 Íleon Su estructura es estriada y se encuentra en el centro de la cavidad abdominal, tiene un Ph de 7,59. Es la continuación del yeyuno, no tiene una clara marcación considerando su origen a partir de los vértices del ciego. 3.1.2.10 Intestino grueso Está conformado por los ciegos y el colon. Los ciegos son largos, originados en la unión ileocólica y distribuidos en forma retrograda a lo largo del íleon, al que se unen por los pliegues ileocecales. 3.1.2.11 Ciego Las aves domésticas, como las gallinas poseen dos ciegos, que son tubos con extremidades ciegas, tiene origen en la unión del intestino delgado y el recto, y se 8 extienden hacia el hígado. Tiene un pH de 7,08 en el lado derecho mientras que el del lado izquierdo es de 7,12. La porción terminal de los ciegos es mucho más ancha que la porción inicial (Organización de Naciones Unidas para la Alimentación y Agricultura., s.f.). 3.1.2.12 Colon recto Aquí se realiza la absorción de agua y las proteínas del alimento que se ingieren. Tiene un pH de 7,38. Siendo las dos últimas porciones del intestino grueso el segmento final. 3.1.2.13 La cloaca La cloaca es común a los aparatos digestivo, genital y urinario, desemboca al exterior por el orificio cloacal externo. Desembocan a la cloaca, el colon, uréteres, conductos deferentes o el oviducto izquierdo en diferentes niveles. La cloaca se divide secuencial mente craneocaudalmente en coprodeo, urodeo, proctodeo por 2 pliegues anulares más o menos enteros llamados el pliegue cropourodeal y el pliegue uroproctodeal que separan las cantidades cloacales de su mismo nombre (Castellana, s.f.). 3.2 Nematodos Los nematodos son parásitos gastrointestinales denominados gusanos redondos por su estructura los cuales presentan una característica principal que lo diferencia de otros gusanos pseudocelomados es decir, su mesodermo sólo invade parcialmente el blastocele durante el desarrollo embrionario por lo que este queda reducido a espacios intersticiales (Camposano, 2018). Son gusanos no segmentados, con el cuerpo filiforme delgado, con simetría bilateral presentando un cuerpo armonioso. Las hembras de algunas especies desarrollan dilataciones corporales más o menos globosas. El tamaño oscila desde pocos milímetros hasta más de un metro de longitud. Poseen aparato digestivo, sexos separados y ciclos vitales directos e indirectos (Camposano, 2018). 9 3.2.1 Cheilospirura Hamulosa El nematodo Cheilospirura hamulosa es un parásito que frecuenta comúnmente el estómago muscular (molleja) infectando principalmente a galliformes hospedadores. A pesar de su vasta distribución geográfica esta especie presenta prevalencias variables y bajas intensidades del parasitismo. Esto puede explicar la falta de información sobre la C. hamulosa, que se propuso como Spiroptera hamulosa por “Diesing en 1851” y más tarde incluido en el género Cheilospirura “Diesing, 1861” (Correa, Caldas, Julio, Lanfredi, & Magalháes, 2003). 3.2.1.1 Taxonomía Reino Animalia Filo Nematoda Clase Secernentea Orden Spirurida Familia Acuariidae Género Cheilospirura Especie Cheilospirura Hamulosa Fuente: (Diesing, 1861) 3.2.1.2 Características generales El nematodo parásito Cheilospirura hamulosa, “Diesing, 1861” (sinónimo Acuaria hamulosa), es una especie de la familia Acuariidae y agente etiológico de la queilospirurosis en aves como pollos, pavos, palomas y gallinas de Guinea (Ebrahimi, Rouhan, & MobediI, 2015). 10 3.2.1.3 Morfología Cheilospirura hamulosa tiene un cuerpo cilíndrico con dos labios triangulares y 4 cordones cuticulares que se extienden cerca de la extremidad posterior. Los gusanos machos tienen dos espículas claramente desiguales y diferentes. Mientras que las colas de las son curvadas ventralmente y digitiformes (Ebrahimi, Rouhan, & MobediI, 2015). 3.2.1.4 Ciclo de vida El nematodo Cheilospirura hamulosa o también conocido como gusano de la molleja tienen un ciclo de vida indirecto es decir que requieren un huésped intermediario en su ciclo de vida. Las hembras grávidas que se encuentran alojadas en la molleja del anfitrión ovocitan diariamente una gran cantidad de huevos los cuales son eliminados del cuerpo de ave a través de las heces. Los huevos que se encuentran en el medio ambiente exterior son ingeridos por los hospedadores intermediarios ya sea saltamontes ( Melanoplus , Oxyanitidula y Spathosternum parasinifrum ), escarabajos o gorgojos en donde eclosionan las larvas en cinco a siete horas después de su ingesta y durante las primeras veinticuatro horas migran a la cavidad corporal en la cual se desarrollan las larvas alcanzando su tercera etapa y penetran en los músculos del insecto donde se enrollan y se vuelven infecciosas, el periodo desde su ingesta hasta la etapa infecciosa es aproximadamente de entre 19 a 25 días (Dotsenko, s.f.). Cuando el huésped intermedio es devorado por las aves, las larvas infecciosas son liberadas en la molleja del ave y en 24 horas estas larvas penetran la molleja. Las larvas de la molleja crecen, maduran y en un período de aproximadamente 90 días las hembras grávidas ponen huevos, y así se repite el ciclo de vida (Alicata, 1937). 11 3.2.1.5 Patogenia Los gusanos de molleja se han encontrado generalmente debajo de la córnea revestimiento que cubre la porción muscular más delgada de la molleja. En infestaciones leves, se ha encontrado que el revestimiento muestra solo pocas y pequeñas áreas ulceradas eritematosas de color rojo oscuro, pero en una infestación severa la ulceración se extiende por la mayor parte del revestimiento. Se ha encontrado que los parásitos producen nódulos en el músculo. En algunos casos esto ha alterado el tejido muscular para tal grado que la molleja ha perdido su forma natural (Alicata, 1937). 3.2.1.6 Lesiones y Síntomas Los síntomas por la presencia del nematodo variaran dependiendo del grado de infestación por el gusano de la molleja. En una infestación leve son pocos o escasos los síntomas, mientras que los casos graves producen aanemia, emaciación y muerte, junto con lesiones microscópicas las cuales son severas y se caracterizaban por infiltraciones de granulocitos inflamatorios difusos crónicos intensos, que se extienden a las capas musculares en donde se puede observar la presencia del parásito (Brener, Tortelly, Pereira, & Pinto, 2005). Además a esto bajas cargas parasitarias de este nematodo pueden provocar una reacción inflamatoria en el estómago muscular del ave que interfiere con los movimientos de contracción muscular, rotatoria y aplastante, afectando la digestión mecánica y la absorción de alimentos por parte de los hospedadores (Ebrahimi, Rouhan, & MobediI, 2015). 3.3 Técnica de necropsia en aves Esta se hace con la finalidad de establecer la causa de patología y muerte de un animal, confirmar un diagnóstico clínico o detectar la etiología de una patología mediante la toma de muestras complementarias. El examen de necropsia es un método que debería desarrollarse de forma sistemática y estructurada, con el 12 objetivo de eludir la omisión de heridas importantes para la orientación hacia un diagnóstico definitivo. A pesar de que el reconocimiento e interpretación de heridas macroscópicas puede permitir detectar diagnósticos diferenciales, de esta forma como la causa de muerte, escasas heridas macroscópicas son patognomónicas; es por esto que toda necropsia debería ser complementada con ayudas diagnósticas como enfermedad clínica, histopatología, microbiología, parasitología y toxicología, que permiten un acercamiento al diagnóstico final de muerte (Acevedo, 2012). 3.3.1 Procedimientos previos a la necropsia Previo a realizar una necropsia es importante hacer una revisión de la anatomía y biología de la especie a estudiar: 3.3.1.1 Historia Clínica Esto es fundamental para dirigir el examen de necropsia y la toma de muestras complementarias. En ella se especificará la edad, género, dieta, sintomatología. La calidad del diagnóstico final es dependiente de manera directa de la información suministrada por el clínico, de la buena calidad del cadáver y de las muestras tomadas a lo largo de la necropsia. El cadáver debería ser enviado para diagnóstico tan rápido sea viable para eludir los cambios post-mortem o autolisis (Valladares, 2014). 3.3.1.2 Elementos de protección general El encargado que llevan a cabo o que observan la realización de necropsias generales y aquel que realizan la limpieza de la sala de necropsias deben utilizar prendas protectoras adecuadas. Entre las prendas de protección debe haber una mascarilla, guantes desechables, delantales impermeables (overol), gorro, batas de manga larga ajustable a las muñecas, gafas protectoras y botas de goma (Fao, 2010). 13 3.3.1.3 Materiales y equipos Los accesorios primordiales para la ejecución de una necropsia aviar son: tijeras mayo, pinzas quirúrgicas con y sin garra, bisturí, adicionalmente, para la toma de muestras complementarias para estudio de microbiología, virología, parasitología y toxicología, es necesario de un equipo de disección estéril, hisopos estériles, bolsas plásticas estériles, tubos para muestras de sangre con y sin anticoagulante, jeringas para toma de líquidos de cavidades, láminas portaobjetos y cubreobjetos para citologías o extendidos sanguíneos. Al final, un marcador indeleble para la identificación de las muestras tomadas y una cámara fotográfica para registrar todos los hallazgos macroscópicos (Colas Chávez, 2010). 3.3.1.4 Manejo del cadáver Generalmente la muestra remitida para necropsia es el cadáver completo; sin embargo, en los casos en los cuales el animal todavía está vivo se hacen métodos de eutanasia que por la paz animal no permitan que haya sufrimiento prolongado. Como se comentó previamente, el cadáver debería ser remitido lo más rápido posible a necropsia con el objeto de eludir la autolisis o descomposición postmortem. La autolisis puede ser retardada, remojando el ave con agua jabonosa gélida, introduciendo el cadáver en una bolsa y mantenerlo en refrigeración a medida que se hace la necropsia, o utilizando hielo en una nevera de icopor para su transporte al lugar de necropsia, evitando el contacto directo del cadáver con el hielo. Un cadáver para necropsia, jamás debería congelarse, debe ponerse en contacto directo con hielo o hielo seco a lo largo de su trasporte, debido a que el congelamiento del cadáver o de las piezas que queden en contacto directo con el hielo, crea cambios artefactuales en los tejidos para su estudio histopatológico (Martinez, 2017). 14 3.3.1.5 Examen de necropsia Necropsia es la disección anatómica rápida ordenada y sistemática para la revisión de un cadáver por aparatos y sistemas con el objetivo de la detección de las lesiones macroscópicas de los tejidos. El examen de necropsia debería hacerse relacionando la información de la historia clínica, la sintomatología, el test físico y los datos de laboratorio pertinentes. Cabe resaltar que un examen de necropsia se hace en un espacio aislado, ventilado, con agua disponible y donde se logren llevar a cabo las mínimas reglas de bioseguridad (Girling, 2003). 3.3.1.6 Examen externo Luego de analizar la anamnesis y la reseña se procede a la prueba externa que debe enfocarse en datos de la historia clínica tales como la edad, especie, color y género, se examina cuidadosamente los orificios corporales la dermis, las uniones mucocutáneas, el plumaje, el pico, las extremidades y las uñas (Colas Chávez, 2010). 3.3.1.7 Examen interno in situ En aves grandes la alianza coxofemoral se desarticula mediante una incisión con bisturí, por medio de la dermis hasta la capsula coxofemoral. Se retira la piel exponiendo la musculatura cervical, la tráquea, el esófago, el buche, los músculos pectorales y la quilla. La musculatura pectoral habitual debería ser café-rojiza, y se revisa cortando con un bisturí, en averiguación de hemorragias, heridas, palidez o pérdida de la masa muscular por atrofia (Johnson, 2014). 3.3.1.8 Examen sistemático y toma de muestras Se inspecciona la lengua, la mucosa oral y el buche en busca de erosiones, úlceras, placas o masas. Se hace tracción de la lengua con una pinza, cortando el tejido conectivo que la adhiere a la carcasa, retirándola con el esófago, el buche, la tráquea 15 y el timo, el cual surge durante la fascia cervical adyacente a la tráquea (el timo involuciona con la madurez sexual del ave). La tráquea está compuesta por anillos cartilaginosos enteros, en varias especies es aplanada o poseen anillos superpuestos, en especies como los cisnes y los gansos tiene un recorrido serpentoide y en pingüinos es bifurcada. El esófago, el buche y la tráquea se abren con una tijera para mirar su contenido y el aspecto de la mucosa, cualquier anormalidad debería ser muestreada para histopatología, en casos de sospechas de intoxicación alimentaria se toman muestras del contenido del buche. El buche es una dilatación del esófago presente en gallináceas, loros y otras escasas especies y está ausente en pelicanos, tucanes y rátidas. Varias especies de aves granívoras, gaviotas, patos y gansos carecen de buche y poseen el esófago más distensible. Luego se quita el corazón cortando con una tijera en la base a grado de los enormes vasos, luego se abre para analizar el endocardio y las válvulas cardiacas (Acevedo, 2012). Se retira el tracto digestivo con el hígado y el bazo. El hígado de las aves es bilobulado y la vesícula biliar está presente en varias especies (gallináceas) y ausente en otras (pericos, loros, palomas y avestruces). Previo a retirar el hígado y la vesícula biliar (si se presenta), se debería verificar la patencia del ducto biliar con el duodeno, oprimiendo un poco la vesícula y comprobando el flujo de la bilis hacia el duodeno; retirar el hígado y analizar su tamaño, forma, color y textura, luego cortarlo con el bisturí o con cuchillo en busca de cambios de consistencia o heridas que profundicen el parénquima. Posteriormente se debería abrir la vesícula biliar, tras lo cual se tienen la posibilidad de hallar cálculos o parásitos (Mencio, 2014). En cuanto al proventrículo y el ventrículo, se dividen del intestino y se abren con una tijera examinando el tejido y la mucosa. La morfología del ventrículo cambia de consenso al ave y a la dieta, el ventrículo de aves que se alimentan de semillas tiene una pared muscular gruesa y en su área una capa de koilina (material corneo) y a menudo está teñido de bilis. En aves carnívoras y piscívoras (pelicanos y 16 cormoranes), el ventrículo es fusiforme, de paredes delgadas y está fusionado con el proventrículo y en aves rapaces el estómago es glandular fácil. El intestino de las aves se divide en intestino delgado e intestino grueso; el intestino delgado comienza con la curvatura duodenal hasta el ciego, que marca la alianza del intestino delgado con el grueso. El ciego es más enorme en especies herbívoras y constantemente está distendido en aves muertas. El intestino se abre con tijeras de punta roma, en busca de erosiones, hemorragias u otro cambio en la mucosa, de esta forma como parásitos del intestino; se tienen que tomar muestras de cada una de las porciones y del contenido intestinal en averiguación de parásitos (Colas Chávez, 2010). 3.4 Método de incubación 3.4.1 Solución salina normal 0,9% La solución salina se utiliza de manera sistemática como diluyente para ajustar la turbidez de las suspensiones de células y así mantener la integridad y viabilidad de las mismas. Las larvas de parásitos son visibles en los huevos después de 2-3 días en solución salina normal al 0,9% y eclosionan a partir de entonces. El medio salino normal al 0,9% se recomienda para la eclosión de huevos y el cultivo de C. hamulosa debido a su simplicidad, eficacia y rentabilidad (Rouhani, Ebrahimi, Rostami, & Fallahi, 2014). 17 IV MARCO METODOLÓGICO 4.1 Materiales 4.1.1 Lugar de investigación Las zonas determinadas para la investigación de campo fueron los cantones de Guaranda, San Miguel y Chimbo. En el aspecto del área de laboratorio se lo realizó en la clínica Veterinaria de la Facultad de Ciencias Agropecuarias Recursos Naturales y del Ambiente, perteneciente a las instalaciones de la Universidad Estatal de Bolívar. Nombre del laboratorio Clínica Veterinaria UEB País Ecuador Provincia Bolívar Cantón Guaranda Parroquia Guaranda Fuente: INAMHI (2019) 4.1.2 Situación Geográfica Parámetros Guaranda Chimbo San Miguel Altitud 2923 m.s.n.m. 2448 m.s.n.m. 2417 m.s.n.m. Latitud -1.5605° -1.6835° -17088° Longitud -79.0089° -79.0253° -79.0431° Temperatura máxima 19 °C 27 °C 33 °C Temperatura mínima 10 °C 10 °C 17 °C Temperatura media anual 14 °C 16 °C 16 °C Precipitación media anual 1619 mm 1626 mm 1626 mm Humedad relativa (%) 72% 80% 86% Fuente: INAMHI (2020) 18 4.1.3 Zona de vida De acuerdo a la clasificación de la zona de vida estudiada por Leslie Holdridge, el cantón Guaranda se encuentra formada por Bosque Húmedo Montano Bajo (B.h.m.b). Ubicada entre 2.000 y 3.000 m.s.n.m., con diferentes condiciones climáticas de acuerdo a la altitud de cada área. La caracterización de esta zona es de formación rocosa, arenosa con poca vegetación. 4.1.4 Material experimental Para la investigación se utilizó los siguientes materiales: 4.1.5 Materiales de campo Implementos médicos • Mandil • Filipina • Guantes • Rollo de gasas • Campos • Cooler • Cofia 4.1.6 Materiales de Laboratorio • Microscopio • Estereoscopio • Solución salina isotónica • Pipetas • Porta objetos • Cubre objetos • Caja Petri 19 • Equipo de Disección • Abatelengua estéril 4.1.7 Medio de Cultivo • Solución Salina isotónica 4.1.8 Materiales de oficina • Registros • Impresora • Computadora y accesorios • Internet • Libros • Papel boom A4 • Pendrive • Cámara fotográfica • Esferográficos • Libreta de apuntes • Esfero 4.1.9 Instalaciones La fase experimental se realizó en la Clínica Veterinaria de la Universidad Estatal de Bolívar, ubicada en la ciudad de Guaranda, sector Laguacoto II. 20 4.2 Metodología 4.2.1 Factores de estudio • Parásito Cheilospirura hamulosa 4.2.2 Variables a analizar • Edad • Sexo • Peso • Alimentación • Procedencia del ave • Sistemas de crianza • Método de diagnóstico parasitario • Presencia de parásitos 4.2.3 Bibliográfico Aportó material de apoyo teórico a las variables planteadas que son parte del marco teórico de la investigación planteada. 4.2.4 De campo La investigación se realizó en la provincia de Bolívar en los cantones Guaranda, Chimbo y San Miguel, en donde se procedió a realizar una encuesta a los propietarios y compradores de las aves. 4.2.5 Descriptiva Se empleó para describir los resultados que se encontraron de una manera macroscópica o microscópica tanto en el proceso de la necropsia como en el método de incubación que se llevó a cabo para determinar Cheilospirura hamulosa. 21 4.2.6 Técnicas Observación Nos permitió la observación directa, ver el sistema digestivo del ave durante la necropsia y el proceso de incubación, específicamente en la molleja. Laboratorio Las muestras de heces obtenidas de las aves en estudio, se llevaron a cabo en un ambiente controlado y fueron analizadas en el laboratorio de la clínica de la Universidad Estatal de Bolívar, ratificando así la investigación. 4.2.7 Tipo de diseño Se realizó en base a una estadística descriptiva con la utilización de cuadros, gráficos, interpretación, discusión de los resultados obtenidos en el programa Excel habilitando las funciones estadísticas. 4.3 Procedimiento 4.3.1 Focalización de la zona de estudio Las zonas seleccionadas para la investigación fueron los cantones de Guaranda, Chimbo y San Miguel, en estos sectores no se conocía sobre la presencia del parásito Cheilospirura hamulosa el cual causa un sin número de lesiones e incluso la muerte del ave. Debido a esto se realizó una investigación exhaustiva que nos permitió determinar si el parasito está presente o no en estas zonas. 4.3.2 Charla con los propietarios Se realizó un recorrido por los domicilios de los cantones de Guaranda, Chimbo y San Miguel para la compra de las aves en un total de 40 aves por Cantón, en donde se les informó a los propietarios sobre la investigación que se va a ejecutar y se les 22 realizó una encuesta en la cual se detalló datos importantes que son necesarios para la investigación. 4.3.3 Examen clínico de las aves Se realizó en la Clínica Veterinaria de la Facultad de Ciencias Agropecuarias, Recursos Naturales y del Ambiente de la Universidad Estatal de Bolívar a cada una de las aves y se observó cualquier anomalía que puedan presentar. 4.3.4 Extirpación del pro-ventrículo y ventrículo. La extirpación de estos órganos se llevó a cabo luego de la ejecución de las aves donde cuidadosamente se retiró las vísceras con el fin de evitar contaminación, esto se realizó de forma manual y con la ayuda del equipo de disección para separar el ventrículo y pro-ventrículo que son las vísceras esenciales para esta investigación. 4.3.5 Necropsia del pro-ventrículo y ventrículo (molleja) de las aves Una vez localizado el proventrículo y el ventrículo, se procedió a dividir el intestino y se abrió con una tijera examinando el tejido y la mucosa. En donde la morfología del ventrículo cambia de acuerdo a la dieta del ave pudiendo presentar una pared muscular gruesa o delgada. 4.3.6 Determinación de la presencia de Cheilospirura hamulosa mediante Necropsia Mediante la Necropsia se buscó determinar de manera Macroscópica la presencia del nematodo del género Acuaria (Cheilospirura) parásito que se encuentran debajo de la capa de koilina, generalmente en la región cardíaca o pilórica o totalmente enterradas en las paredes del órgano. 23 4.3.7 Toma de muestras de heces Se recolectó las heces de las aves, lo cual se realizó de las siguientes maneras; primero esperando a que el ave defequé, aunque esto demando mucho tiempo, segundo mediante la recolección directa de las deposiciones en los corrales de descanso o también durante la necropsia y hisopado cloacal obteniendo heces frescas. Una vez localizada la muestra, se tomó una pequeña porción de la parte oscura de las heces que no contengan ácido úrico utilizando las pinzas o un sorbete de plástico. Tan solo se tomó una porción pequeña (de 30 a 50µL o el equivalente a medio frijol). En caso de que la muestra fecal fue grande, tomamos una pequeña porción de diferentes partes de la misma para asegurarse de que sea una muestra representativa. 4.3.8 Creación de un cultivo con solución salina isotónica Se tomó una muestra de heces y se mezcló con solución salina isotónica 0.9%, para colocarla en la caja Petri, y meterla en la incubadora por un tiempo máximo de 72 horas. 4.3.9 Determinación de larvas mediante Incubación de huevos de Cheilospirura hamulosa Fueron cultivados en solución salina isotónica, a temperatura ambiente determinando si existe la presencia de larvas después de dos o tres días luego del cultivo. 4.3.10 Monitoreo del cultivo El monitoreo se lo realizó cada 12 horas para observar los cambios que se presentaron. 24 4.3.11 Análisis de los resultados La información recolectada fue analizada e interpretada usando estadística descriptiva y mediante el uso del programa Excel, se elaboraron gráficos o cuadros de acuerdo a los resultados para finalmente ser interpretados y comprobar la hipótesis. 25 V RESULTADOS Y DISCUSIÓN 5.1 Edad Cuadro N° 1.- Análisis estadístico de la variable edad de aves pertenecientes al cantón Guaranda, Chimbo y San Miguel Edad Lugar 3 a 6 meses 7 a 9 meses 10 a 12 meses Total Media FR Porcentajes FR Porcentajes FR Porcentajes Guaranda 20 50,0% 18 45,0% 2 5,0% 100% 6,6 Chimbo 27 67,5% 10 25,0% 3 7,5% 100% 6,3 San Miguel 23 57,5% 16 40,0% 1 2,5% 100% 6,1 Fuente: (Valverde & Flores 2022) Gráfico N° 1.- Porcentajes de frecuencia y medias para la variable edad de aves En Guaranda el 50% de aves tuvieron entre 3 a 6 meses de edad, siendo esta la mayor frecuencia; seguido del 45% con una edad que va de 7 a 9 meses y el 5% comprendió entre 10 a 12 meses. 50,0% 67,5% 57,5% 45,0% 25,0% 40,0% 5,0% 7,5% 2,5% 0,0% 10,0% 20,0% 30,0% 40,0% 50,0% 60,0% 70,0% 80,0% Guaranda Chimbo San Miguel 3 a 6 meses 7 a 9 meses 10 a 12 meses 26 Se identificó que los mayores porcentajes de aves presentes en este estudio tuvieron una edad entre 3 y 6 meses, con el 50% de presencia en el cantón Guaranda, 67.5% en Chimbo la cual fue la más representativa entre las 3 localidades y 57.5% en San Miguel; a continuación, en importancia fueron aquellas que tuvieron una edad de 7 a 9 meses, determinándose la presencia de este grupo de aves en un 45% en Guaranda; 25% en Chimbo y 40% pertenecientes a San Miguel. Las aves con edad que fluctúan entre 10 y 12 meses tuvieron su representación en Guaranda del 5%; Chimbo 7.5% y finalmente en San Miguel el 2.5%. (Almeida & Andy, 2014) Menciona que; Posiblemente esta variable no guarde relación sobre posibles infestaciones de parásitos, concordando con lo expuesto por “La infestación por parásitos de la clase Nematodos en las gallinas de traspatio de la comunidad el Descanso no está determinada por la edad de las aves”; en dicho estudio se evaluaron 300 aves de traspatio con edades similares al presente ensayo. 5.2 Presencia de parásitos por edad de aves Cuadro N° 2.- Análisis estadístico de la presencia de Cheilospirura hamulosa en aves según la edad en Guaranda, Chimbo y San Miguel Edad Lugar 3 a 6 meses 7 a 9 meses 10 a 12 meses Total FR Porcentajes FR Porcentajes FR Porcentajes Guaranda 4 44,4% 4 44,4% 1 11,2% 9 Chimbo 5 71,4% 1 14,3% 1 14,3% 7 San Miguel 6 75,0% 2 25,0% 0 0% 8 Fuente: (Valverde & Flores 2022) 27 Gráfico N° 2.- Porcentajes de frecuencia para la variable edad de aves con presencia de parásitos En el Gráfico N° 2; se presenta la incidencia del parásito Cheilospirura hamulosa según la edad de las aves en las 3 localidades; es así que en Guaranda el 44.4% de especímenes positivos para este endoparásito fluctuaron entre 3 y 6 meses de edad; se estableció el mismo porcentaje de aves con incidencia del nematodo en edades comprendidas entre 7 a 9 meses; finalmente el 11.2% de aves infestadas, registraron de 10 a 12 meses la edad. Se identificó los mayores porcentajes de aves con infestación parasitaria a la edad comprendida entre 3 y 6 meses, tanto en Chimbo (71.4%), como en San Miguel (75%); en el mismo orden, con el 14.3% y 25% respectivamente para cada cantón, existieron especímenes positivos de 7 a 9 meses. Las aves que oscilaron entre los 10 y 12 meses, diagnosticados con el nematodo Cheilospirura hamulosa fueron de un 14.3% para Chimbo y 0% en San Miguel. (Matute & Rivas, 2012). “Los huéspedes de mayor edad, presentan una mayor resistencia a la infestación que los jóvenes. Se desconocen las bases de la resistencia 44,4% 71,4% 75,0% 44,4% 14,3% 25,0% 11,2% 14,3% 0,0% 0,0% 10,0% 20,0% 30,0% 40,0% 50,0% 60,0% 70,0% 80,0% Guaranda Chimbo San Miguel 3 a 6 meses 7 a 9 meses 10 a 12 meses 28 debida a la edad, pero probablemente esté relacionada, a diferencias fisiológicas entre el huésped joven y el adulto o algún grado de inmunidad desarrollados por estos últimos”. La incidencia es mayor a edades tempranas en este ensayo; lo que nos lleva a concordar con lo expresado por el autor. 5.3 Sexo Cuadro N° 3.- Análisis estadístico de la variable sexo de aves pertenecientes al cantón Guaranda, Chimbo y San Miguel Sexo Lugar Macho Hembra Total FR Porcentajes FR Porcentajes Guaranda 28 70,0% 12 30,0% 100% Chimbo 32 80,0% 8 20,0% 100% San Miguel 30 75,0% 10 25,0% 100% Fuente: (Valverde & Flores 2022) Gráfico N° 3.- Porcentajes de frecuencia para la variable sexo de aves Una vez realizado los analizados estadísticos y presentados en el gráfico N° 3, se determinó en primer contexto qué las aves domésticas muestreadas en los cantones 70% 80% 75% 30% 20% 25% 0% 10% 20% 30% 40% 50% 60% 70% 80% 90% Guaranda Chimbo San Miguel Macho Hembra 29 Guaranda, Chimbo y San Miguel, tienen una supremacía de machos en dicho grupo; representando un 70%; 80% y 75%, respectivamente para cada cantón. Las hembras fueron el grupo minoritario sometidas a diagnostico parasitario por el método de necropsia e incubación en este estudio, correspondiendo un 30% de individuos a Guaranda; 20% Chimbo y 25% en San Miguel. Por información suministrada por los propietarios de las aves, podemos mencionar que en estos tres cantones ninguna persona realiza un examen coproparasitario a las mismas para poder valorar la condición de salud y presencia de parásitos. Existe desconocimiento de los propietarios sobre aplicación de desparasitantes considerando edad, sexo, dosis y frecuencia 5.4 Presencia de parásitos según el sexo de las aves Cuadro N° 4.- Análisis estadístico de la presencia de Cheilospirura hamulosa en aves según su sexo en Guaranda, Chimbo y San Miguel Sexo Lugar Machos Hembras Total FR Porcentajes FR Porcentajes Guaranda 4 44,4% 5 55,6% 9 Chimbo 7 100,0% 0 0,0% 7 San Miguel 6 75,0% 2 25,0% 8 Fuente: (Valverde & Flores 2022) 30 Gráfico N° 4.- Porcentajes de frecuencia para la variable sexo de las aves con presencia de parásitos Una vez realizado los análisis estadísticos del gráfico N° 4, se determinó qué las aves domésticas que dieron positivo al nematodo en los cantones Guaranda, Chimbo y San Miguel en un 44.4%; 100% y 75%, respectivamente para cada cantón, fueron machos. El grupo de hembras que dieron positivo en el diagnostico parasitario por el método de necropsia e incubación en este estudio, corresponden en un 55.6% a Guaranda; 0% Chimbo y 25% en San Miguel. (Cruz, M, 2016) Manifiesta en su ensayo que los machos presentaron mayor número de individuos infestados en relación con las hembras, siendo estadísticamente significativa. Esta respuesta se puede explicar; ya que, los machos presentan mayor masa corporal con respecto a las hembras. Por otro lado, los machos tienen un comportamiento de poligamia, siendo esta última, la razón de mayor importancia con relación al grado de infestación. Estos resultados concuerdan por los obtenidos en este estudio. 44,4% 100,0% 75,0% 55,6% 0,0% 25,0% 0,0% 20,0% 40,0% 60,0% 80,0% 100,0% 120,0% Guaranda Chimbo San Miguel Macho Hembra 31 5.5 Peso Cuadro N° 5.- Análisis estadístico de la variable peso de aves; seleccionados para determinación de parásitos de los cantones Guaranda, Chimbo y San Miguel Peso Lugar 2 a 4 Lb 4.1 a 6 lb 6.1 a 8 lb Total Media FR Porcentajes FR Porcentajes FR Porcentajes Guaranda 15 37,5% 20 50,0% 5 12,5% 100% 4,7 Chimbo 17 42,5% 21 52,5% 2 5,0% 100% 4,4 San Miguel 19 47,5% 18 45,0% 3 7,5% 100% 4,2 Fuente: (Valverde & Flores 2022) Gráfico N° 5.- Porcentajes de frecuencia para la variable peso de aves De las 120 aves correspondientes a los cantones de Guaranda, Chimbo y San Miguel sometidas a estudio mediante el método de diagnóstico parasitario por necropsia, 59 muestras presentaron un peso entre 4.1 a 6 libras, siendo los de mayor frecuencia, seguida por 51 con un rango de 2 a 4 libras y finalmente 10 de aves registraron de 6.1 a 8 libras (Gráfico N° 5). 37,5% 42,5% 47,5% 50,0% 52,5% 45,0% 12,5% 5,0% 7,5% 0,0% 10,0% 20,0% 30,0% 40,0% 50,0% 60,0% Guaranda Chimbo San Miguel 2 a 4 lb 4.1 a 6 lb 6.1 a 8 lb 32 Es así que en Guaranda el 50% de especímenes presentaron un peso de 4.1 a 6 lb; seguido del 37.5% en una amplitud de 2 a 4 lb y el 12.5% tuvo un peso entre 6.1 y 8 lb del grupo de 40 aves en este cantón. Para el grupo de Chimbo el 52.5% registró un peso de 4.1 a 6 lb; a continuación, un 42.5% tuvo un peso de 2 a 4 lb y el 5% tuvo un peso entre 6.1 y 8 lb. En San Miguel se identificó al 47.5% de aves con un peso de 2 a 4 lb; por el contrario, el 45% de estas fueron cuantificadas entre 4.1 a 6 lb y finalmente el peso del 7.5% estuvo en un rango de 6.1 a 8 lb. (Cruz, M, 2016). La constancia de parásitos gastrointestinales en las diferentes especies de aves puede ocasionar alteraciones como: pérdida de colores de su plumaje, pérdida de peso, afectación en la reproducción con disminución de la puesta, infertilidad de los huevos, entre otras. Las aves tanto en vida silvestre como en cautiverio, sufren infestaciones parasitarias que alteran al estado fisiológico de los animales, específicamente del tracto digestivo provocado por protozoarios y helmintos, originando diarreas, emaciación, deshidratación, llegando hasta la muerte del animal en casos muy severos 5.6 Presencia de parásitos según el peso de las aves Cuadro N° 6.- Análisis estadístico de la presencia de Cheilospirura hamulosa en aves según su peso en Guaranda, Chimbo y San Miguel Peso Lugar 2 a 4 lb 4.1 a 6 lb 6.1 a 8 lb Total FR Porcentajes FR Porcentajes FR Porcentajes Guaranda 2 22,0% 6 67,0% 1 11,0% 9 Chimbo 2 29,0% 4 57,0% 1 14,0% 7 San Miguel 6 75,0% 2 25,0% 0 0,0% 8 Fuente: (Valverde & Flores 2022) 33 Gráfico N° 6.- Porcentajes de frecuencia para la variable peso de las aves con presencia de parásitos De las 24 aves que dieron positivo para Cheilospirura hamulosa correspondientes a los cantones de Guaranda, Chimbo y San Miguel por el método de diagnóstico de necropsia 10 presentaron un peso entre 2 a 4 libras siendo los de mayor frecuencia; 12 de 4.1 a 6 libras, y finalmente 2 aves registraron de 6.1 a 8 libras (Gráfico N° 6). En Guaranda el 67% registraron entre 4 a 6 lb; seguido del 22% de especímenes presentaron un peso de 2 a 4 lb y el 11% en una amplitud de 6.1 a 8 lb del grupo de 9 aves infestadas en este cantón. Para el grupo de Chimbo el 57% registró un peso de 4.1 a 6 lb; a continuación, un 29% tuvo un peso de 2 a 4lb y el 14% tuvo un peso entre 6.1 y 8 lb. En San Miguel se identificó al 75% de aves con un peso de 2 a 4 lb; por el contrario, el 25% de estas fueron cuantificadas entre 4.1 a 6 lb y finalmente no existieron aves domésticas con presencia del nematodo en el grupo que peso de 6.1 a 8 lb. (Marin & Benavides, 2007) Menciona que; “Las aves de campo en condiciones alimentarías precarias y sin las adecuadas medidas de manejo están expuestas a un 22% 29% 75% 67% 57% 25% 11% 14% 0% 0% 10% 20% 30% 40% 50% 60% 70% 80% Guaranda Chimbo San Miguel 2 a 4 lb 4.1 a 6lb 6.1 a 8 lb 34 sinnúmero de agentes parasitarios que reducen la productividad y rentabilidad de estos sistemas productivos y pueden afectar a los sistemas industriales. Las aves de campo no pueden estar supeditadas a dietas de pasto, insectos y desperdicios caseros; si no también al fortalecimiento de las exigencias nutricionales; lo cual concuerda con el criterio del presente ensayo. 5.7 Alimentación Cuadro N° 7.- Análisis estadístico de la variable alimentación de las aves seleccionados para determinación de parásitos Alimento Lugar Granos y forrajes Total FR Porcentajes FR Porcentajes Guaranda 40 100% 40 100% Chimbo 40 100% 40 100% San Miguel 40 100% 40 100% Fuente: (Valverde & Flores 2022) La dieta alimenticia proporcionada a las aves en los tres cantones de estudio consta solo de granos excedentes de la cosecha, los cuales no tienen ningún proceso y adición de suplementos alimenticios; esto confirma el empirismo de crianza en aves de estos cantones y el otro alimento es forraje conseguido durante el pastoreo en un 100%. (Red Mujeres, 2022) “Otra forma de alimentación, más apropiada para las explotaciones caseras de aves, es producir maíz o algún otro grano rico en energía, dado que ésta constituye el elemento más importante dentro de la ración. Un complemento para este sistema, es el aporte de forraje verde. Para ello, las aves pueden disponer de un potrerillo con pasto o llevarles pasto al gallinero, para que de esta forma dispongan de proteínas, minerales y vitaminas. El pasto no puede constituir la única fuente de alimentación; este sistema de alimentación concuerda con lo expresado en este estudio. (Fao, 2008) Las gallinas criollas de las familias campesinas durante varios siglos han 35 estado sometidas a la selección natural. La que no es capaz o hábil para buscar su alimento, escapar de peligros y sobrevivir a las enfermedades, perecerá tempranamente y dejará menos descendencia. Por eso la gallina criolla está mejor adaptada para sobrevivir buscando su alimento, sin vacunas, antibióticos ni suplementos vitamínicos. Lo cual es corroborado en este ensayo. 5.8 Sistema de crianza Cuadro N° 8.- Análisis estadístico de la variable sistema de crianza de las aves seleccionados para determinación de parásitos S. Crianza Lugar Traspatio Total FR Porcentajes FR Porcentajes Guaranda 40 100% 40 100% Chimbo 40 100% 40 100% San Miguel 40 100% 40 100% Fuente: (Valverde & Flores 2022) El tras patio de las viviendas es el único sistema de crianza utilizado para las aves criollas en un 100% para los 3 cantones (Cuadro N° 8). (Info Agro, 2022) “En general se deben cumplir ciertas características para asegurar el bienestar y salud de las gallinas criollas estas son: Elaborar un gallinero con materiales impermeables. Que no les falte una buena ventilación natural. Asegúrese de tener bebederos y comederos siempre limpios. Un área donde llegue abundante luz solar (las gallinas necesitan alrededor de 14 horas de luz diurna)” lo expresado por el autor difiere con el presente ensayo. (Taopanta et al., 2019). En Ecuador, los sistemas de avicultura de traspatio se caracterizan por la poca inversión en infraestructura y el escaso manejo sanitario y alimenticio de las aves. En su mayoría son administrados por mujeres, como complemento del trabajo que realizan en el hogar. https://www.redalyc.org/journal/437/43768194022/html/#redalyc_43768194022_ref77 36 (Manual De Avicultura, 2019) Las Instalaciones son con una parte techada, donde se colocan el comedero y bebedero y otra al aire libre, comunicada a dos corrales de pasturas para un mejor aprovechamiento del verdeo, algo importante de aclarar es que las aves, no necesitan consumir pasturas, un alimento balanceado o equilibrado correctamente en sus ingredientes es suficiente. Sin embargo, a nivel familiar, con el fin de disminuir los costos pueden incorporarse. Procedencia. Lo expresado en esta cita difiere con la investigación de este trabajo. 5.9 Procedencia de las aves Cuadro N° 9.- Análisis estadístico de la variable procedencia de las aves seleccionados para determinación de parásitos Procedencia FR Porcentajes Total FT Porcentajes Guaranda 40 100% 40 100% Chimbo 40 100% 40 100% San Miguel 40 100% 40 100% Fuente: (Valverde & Flores 2022) Se realizó una selección de aves criollas provenientes de 120 propietarios para la determinación de parásitos por el método de necropsia e incubación, la procedencia de las mismas fue de; 40 especímenes pertenecientes a Guaranda, 40 Chimbo y 40 San Miguel (Cuadro N° 9). (Tuapanta, M, 2018) Indica que los productores carecen de conocimientos básicos de enfermedades en las aves y muy poco o nulo manejo sanitario dentro de las mismas; las aves de traspatio se caracterizan por tener resistencia a algunas enfermedades y condiciones climáticas adversas. Además, los productores no manejan adecuadamente desparasitaciones ni vacunaciones a las aves. La tasa de mortalidad no es muy alta tomando en cuenta el manejo tradicional de los productores; la medicina tradicional es muy utilizada en la mayoría de los productores, en especial para el catarro o gripe aviar. Los productos más utilizados y que han tenido resultados positivos tenemos cebolla, limón, eucalipto, ajo, ají y ruda. En términos 37 generales se establece que las aves de los cantones Guaranda, Chimbo y San Miguel tienen características similares a las evaluadas en el cantón Cevallos pertenecientes a Tungurahua 5.10 Presencia de parásitos según su procedencia Cuadro N° 10.- Análisis estadístico de la presencia del parasito Cheilospirura hamulosa en aves según su procedencia Casos Lugar Positivos Negativos Total FR Porcentajes FR Porcentajes Guaranda 9 22,5% 31 77,5% 40 Chimbo 7 17,5% 33 82,5% 40 San Miguel 8 20,0% 32 80,0% 40 Fuente: (Valverde & Flores 2022) Gráfico N° 7.- Porcentajes de frecuencia para la presencia del parasito en aves según su procedencia Se obtuvieron 120 aves, provenientes de los cantones de Guaranda, Chimbo y San Miguel, seleccionadas al azar, donde los casos positivos para el nematodo factor de este estudio se describen en el Gráfico N° 7, registrándose los siguientes resultados. 22,5% 17,5% 20,0% 77,5% 82,5% 80% 0% 10% 20% 30% 40% 50% 60% 70% 80% 90% Guaranda Chimbo San Miguel Positivos Negativos 38 Se observó que en el cantón Guaranda de las 40 aves de campo recolectadas el 77.5% dieron negativos y un 22,5% dieron positivo para Cheilospirura hamulosa. De la misma manera, en el cantón Chimbo un 82,5% de aves dieron negativo y el 17,5% de la población presentó infestación por el parasito. En el grupo de aves pertenecientes al cantón San Miguel; se determinó la presencia de Cheilospirura hamulosa en un 20%; mientras que existió ausencia del mismo en el 80% restante. (Goncalvez, F, 2010) En el Estado de Paraná se presentó un estudio sobre parásitos en animales domésticos, enumerando cuatro especies parasitarias de pollos: Ascaridia galli, Heterakis gallinae, Cheilospirura hamulosa y Capillaria annulata. (De Souza, L, 2017); Cheilospirura es un parásito de gran importancia veterinaria, reportándose lesiones microscópicas en la mucosa del ventrículo asociado con la presencia de este nematodo en Brasil en faisanes Phasianus colchicus y pollos G. gallus domesticus; existiendo intensidad de infección y prevalencia por Cheilospirura hamulosa en aves criadas en el traspatio de casas; criterios con los cuales coinciden los resultados obtenidos en este ensayo. 5.11 Métodos de diagnóstico Cuadro N° 11.- Métodos de diagnóstico en aves seleccionadas, para determinación de parásitos Métodos. D. Lugar Necropsia Incubación Total FR Porcentajes FR Porcentajes Guaranda 40 100% 40 100% 40 Chimbo 40 100% 40 100% 40 San Miguel 40 100% 40 100% 40 Fuente: (Valverde & Flores 2022) Como se puede observar en el Cuadro N° 11 todas las aves de campo pertenecientes a los 3 cantones, fueron sometidas al método de necropsia e incubación para determinar la presencia de Cheilospirura hamulosa. 39 (De Souza, L, 2017), manifiesta que la presencia de nematodos en aves, en su mayoría no presenta signos clínicos, es posible observar lesiones graves, micro y macroscópicamente, lo que puede conducir a peritonitis debido a perforaciones en el ventrículo (molleja), llevando al animal a la muerte y/o rechazo de las vísceras con impactos económico. Estas afirmaciones son similares a los encontrados en el proceso de necropsia del presente estudio. 5.12 Presencia del parásito 5.12.1 Método de necropsia Cuadro N° 12.- Análisis estadístico de la presencia del parasito Cheilospirura hamulosa en aves pertenecientes a los cantones Guaranda, Chimbo y San Miguel Presencia Lugar Positivos Negativos Total FR Porcentajes FR Porcentajes Guaranda 9 22,5% 31 77,5% 100% Chimbo 7 17,5% 33 82,5% 100% San Miguel 8 20% 32 80% 100% Fuente: (Valverde & Flores 2022) 40 Gráfico N° 8.- Porcentajes de frecuencia para la presencia del parasito Cheilospirura en aves pertenecientes al cantón Guaranda, Chimbo y San Miguel Se obtuvieron 90 gallos y 30 gallinas criollas, provenientes de 120 propietarios correspondientes a los cantones de Guaranda, Chimbo y San Miguel, seleccionadas al azar, a cada encuestado se compró un ave; las que fueron identificadas y codificadas respectivamente. El método utilizado para identificación del parásito fue la necropsia y los resultados se describen a continuación. Los hallazgos de la necropsia realizados en Guaranda de las 40 aves de campo recolectadas el 77.5% dieron negativos y un 22,5% dieron positivo para Cheilospirura hamulosa. Cabe señalarse que en este grupo se observó presencia de heterakis gallinarum y taenia sp. De la misma manera, en el cantón Chimbo un 82,5% de aves dieron negativo y el 17,5% de la población presentó infestación por el parasito. En el grupo de aves pertenecientes al cantón San Miguel; se determinó durante el proceso de necropsia presencia de Cheilospirura hamulosa en un 20%; mientras que existió ausencia del mismo en el 80% restante. Este parásito ataca especialmente a aves jóvenes, mal 22,5% 17,5% 20% 77,5% 82,5% 80% 0% 10% 20% 30% 40% 50% 60% 70% 80% 90% Guaranda Chimbo San Miguel Positivos Negativos 41 alimentadas y sometidas a estrés; produciendo retraso en el crecimiento, menor eficiencia en la conversión alimenticia y aumento de mortalidad. (Brener et al, 2007), La presencia del nematodo y sus lesiones en el ventrículo (molleja) coincide con los hallazgos realizados por el cual determino que “Cheilospirura hamulosa, se encuentra insertado en la submucosa de la molleja de un ave. Los cuales coinciden con Rodríguez; en datos tomados de un lote de 15 aves, de criaderos domésticos la ocurrencia de este parasito fue del 6,7%. El ave parasitada no presentaba signos clínicos. Las lesiones de la molleja eran graves, caracterizadas por intensos procesos inflamatorios crónicos y difusos, con infiltrados mixtos de granulocitos, que se extendían a las capas mucosa y muscular. En esta zona se observaron fragmentos de los parásitos y perforación de la mucosa, con destrucción de las capas musculares” 5.12.2 Método de incubación Se tomó muestras de heces en el intestino de las aves diseccionadas para ser puestos en incubación en cajas Petri con una solución salina al 0.9% y así obtener eclosión de Cheilospirura hamulosa; sin embargo, no prospero esta técnica debido a factores externos existentes en el laboratorio; como son temperatura, humedad; entre otros. Matute & Rivas, 2012. “Para el procesamiento de las heces se utiliza el método de la cámara de Mc Master concretado ya que tiene mayor sensibilidad de detectar los huevos y coocides en muestras. Para esta técnica se debe hacer uso de la centrífuga para obtener el sedimento fecal y la agregación de solución salina al 4%. Además, el procedimiento puede ser más flexible cuando se manejan muchas muestras simultáneamente”. Sin embargo, los resultados obtenidos en la presente investigación pueden deberse a lo expuesto por este autor (Matute & Rivas, 2012), al realizar el estudio coprológico con 191 muestras de heces de gallinas y pollos, existió presencia de huevos de Nematodos con 74.35%, y cestodos con 21.99%. Los nematodos prevalentes observados en las muestras fecales en la época seca fueron: A. galli 57.14%, Tetrameres spp 13.39%, S. avium 42 11.15%, Capillaria spp 12.94%, Cheilospirura hamulosa 5.71%. La prevalencia de Nematodos, fueron mayores en los pollos, y los cestodos en gallinas. (Matute & Rivas, 2012), En pollos, pavos, faisanes, gallinas de Guinea. Cheilospirura hamulosa se caracteriza por tener dos seudolabios laterales simples y cuatro cordones en forma de bordes cuticulares en dirección posterior. El macho mide de 8.5 a 14 mm de largo con el extremo posterior terminando en espiral y la hembra mide de 16 a 25 mm de largo. 43 VI COMPROBACIÓN DE LA HIPÓTESIS Una vez realizada la evaluación estadística de campo y análisis clínica por necropsia en laboratorio a 120 aves, se pudo determinar que las especies aviares de campo recolectadas mediante muestreo en los cantones de Guaranda, Chimbo y San Miguel, presentaron prevalencia de Cheilospirura hamulosa; por lo que se acepta la hipótesis alterna la cual nos manifiesta: HI: Las aves de campo de Guaranda, Chimbo y San Miguel presentan el parásito Cheilospirura hamulosa. 44 VII CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES 7.1 Conclusiones • Las aves (gallinas y gallos) de campo o criollas de los cantones Guaranda, Chimbo y San Miguel son importantes para la economía de las familias. La población motivo de estudio estuvo comprendido entre 3 y 12 meses de edad; con un peso comprendido entre 2 a 8 lb. En su totalidad son alimentadas con grano y forraje, con un manejo de traspatio; con presencia de patologías parasitarias (diarrea) en estas zonas, estas se encuentran relacionadas con la falta de indicadores clínicos (exámenes parasitarios) y con el desconocimiento por parte de los propietarios de las formas de control y prevención de parásitos. • El estudio de laboratorio mediante el método de necropsia, nos determinó que el 22.5% de aves pertenecientes al cantón Guaranda dieron positivo para Cheilospirura hamulosa; mientras que el 17.5% de animales fueron positivos en el grupo de estudio de Chimbo; finalmente en la tercera localidad, San Miguel existió un 20% de aves con incidencia del nematodo. • Este ensayo permitió establecer que el método de necropsia contribuye a la determinación de la presencia de Cheilospirura hamulosa en aves de campo; mas no el de incubación con solución salina al 0.9%. • En la exploración realizada a las aves de campo por el método de necropsia que dieron positivo, se determinó que el órgano afectado fue el ventrículo en su pared interna, presentando lesiones micro y macroscópicas; nódulos amarillentos; ligero engrosamiento de la mucosa ventricular y ulceras en los sitios de localización del nematodo. 45 7.2 Recomendaciones • Se sugiere incorporar en el manejo de aves de campo de las zonas de estudio, métodos de diagnóstico y programas de controles parasitarios, mediante capacitaciones a los productores. • Para el control de Cheilospirura hamulosa se sugiere utilizar antiparasitarios a base de: Ivermectina, fenbendazol y piperazina proporcionándolo Vía oral disuelto en el agua de bebida, en una dosis basada al peso del ave. • Socializar los resultados obtenidos en la presente investigación a los estudiantes de la Carrera de Medicina Veterinaria y Zootecnia, de la Universidad Estatal de Bolívar; productores de ves de campo; así como a los GAD cantonales de dichas zonas. • Replicar la investigación acerca del diagnóstico de endoparásitos en aves de campo mediante la técnica de necropsia e incubación en otras zonas de la provincia; con el fin de disponer de una mayor información que permita conocer el grado de incidencia y severidad parasitaria en dichas aves para su posterior control. 46 BIBLIOGRAFÍA 1. Acevedo, M. (2012). Técnica de Necropsia en Aves. Memorias De La Conferencia Interna En Medicina Y Aprovechamiento De Fauna Silvestre, Exótica Y No Convencional,. Memorias de la Cima, 4-15. 2. Alicata, J. (Enero de 1937). The Gizzard - Worm, and its Transmission to Chikens in Hawaii. En J. Alicata, The Gizzard - Worm, and its Transmission to Chikens in Hawaii. United States Department Of Agriculture. 3. Almeida & Andy. (28 de Junio de 2014). Determinación de los principales parásitos gastrointestinales que afectan a las aves de traspatio (Gallus gallus domesticus), en la comunidad el descanso, cantón Joya de los Sachas, provincia de Orellana. Obtenido de https://repositorio.uta.edu.ec/handle/123456789/7685 4. Bagust, T. J. (s.f.). FAO. Obtenido de FAO: http://www.fao .org/3/al729s /al729s.pdf 5. Brener et al. (Abril de 2007). Cheilospirura hamulosa (Diesing, 1851) (Nematoda, Acuarioidea) in turkeys in Brazil: occurrence and pathology. Obtenido de https://pesquisa.bvsalud.org/portal/resource/pt/lil-432684 6. Brener, B., Tortelly, R., Pereira, M., & Pinto, R. (22 de Septiembre de 2005). Scielo. Obtenido de Scielo: https://www.scielo.br/j/ abmvz/ a/ tYGBdRhPYfrbcrpkFtVsFnB/?lang=en 7. CABI. (s.f.). Obtenido de CABI: https://www.cabdir ect.org/c abdirect/abstract/19530801052 8. Camposano, P. (Junio de 2018). Obtenido de https://dspace.ups.ed u.ec/bitstream/123456789/15667/1/UPS-CT007691.pdf 9. Carvajal, J. (2006). Sistema Digestivo Ave 10. Castellana, N. (s.f.). Sistema digestivo de la gallina. Obtenido de https://www.tri-tro.com/anatomia-de-la-gallina/sistema-digestivo-gallina/# 47 11. Colas Chávez, M. G. (2010). Estudio de la anamnesis epizoótica y de la necropsia de aves domésticas en la base asistencial veterinaria. Redvet, 10- 11. 12. Correa, D., Caldas, R., Julio, J., Lanfredi, R., & Magalháes, R. (14 de Noviembre de 2003). Researchgate. Obtenido de Researchgate: https://www.researchgate.net/publication/8928959_New_morphological_d ata_on_Cheilospirura_hamulosa_Nematoda_Acuarioidea_by_means_of_b right-field_and_scanning_electron_microscopy 13. Cruz, M. (2016). “Estudio Comparativo de Endo y Ectoparásitos en dos espcies de Aves silvertres acúaticas y una Doméstica en la laguna de Colta”. Obtenido de http://www.dspac e.uce.edu.ec/ bitstr eam /25 000/10252/1/T-UCE-0014-024-2016.pdf 14. De Souza, L. (Agosto de 2017). Analisis Anatomopatológica en proventriculo e Ventriculo de Avestruces Infectados Experimentalmente por Libyostrongylus dentatus e L. douglassii. Obtenido de https://uenf.br/posgraduacao/biociencias-biotecnologia/wp-conte nt/uploa ds/sites/12/2020/08/AN%C3%81LISE-ANAT OMOPATOL %C3%9 3GICA-EM-PROVENTR%C3%8DCULO-E-VENTR%C3%8DCULO -D E-AVESTRUZES-INFECTADOS-EXPERIMENTALMENT.pdf 15. Diesing. (1861). Obtenido de https://arctos.database.museum/name/Chei lospirura%20hamulosa 16. Dotsenko. (s.f.). Cabi. Obtenido de Cabi: https://www.cabdirec t.org/cabdirect/abstract/19530801052 17. Ebrahimi, M., Rouhan, S., & MobediI, I. (26 de Noviembre de 2015). Hindawi. Obtenido de Hindawi: https://www.hindawi.com/journals /jpr/2015/569340/ 18. Estrada, M. (2011). Anatomía y fisiología aviar. 48 19. Fanelli, A., Tizzani, P., Ferroglio, E., & Belleau, E. (18 de Diciembre de 2020). MDPI. Obtenido de MDPI: https://www.mdpi.com/1424- 2818/12/12/484/htm 20. Fao. (2008). Manejo Eficiente de gallinas de campo. Obtenido de https://www.fao.org/3/as541s/as541s.pdf 21. Fao. (14 de Julio de 2010). Vigilancia de la influenza aviar altamente patógena en las aves silvestres. . 22. Girling, S. (2003). Veterinary nursing of exotic pets. Avian species. Usa. 23. Goncalvez, F. (2010). Universida de Estadual de Londrina. Obtenido de http://www.uel.br/pos/ciencia_animal/arquivos/Disserta%C3%A7%C3%A 3o%20Fernando%20Emmanuel.pdf 24. Info Agro. (2022). sí es la manera de criar gallinas ponedoras y criollas en casa. Obtenido de https://infoagro.com.ar/criar-gallinas-ponedoras-y- criollas-en-casa/ 25. Johnson, J. (2014). Anticcidial drugs: Lesion scoring techniques in battery and floor-pen experiments with. Obtenido de Sitio Argentino de Producción Animal. 26. Juarez, A., & Segura, C. (1999). Rasgos de apariencia fenotípica en la avicultura rural de los municipios de la Ribera del Lago de Patzcuaro. México. 27. Manual De Avicultura. (2019). Sitio Argentino de Producción Animal. Obtenido de https://www.produccion-animal.com.ar/produccion_aves/p roduccion_avicola/106-MANUAL_DE_AVICULTURA.pdf 28. Marin & Benavides. (2007). Vet.Zootec. Obtenido de Vet.Zootec: http://190.15.17.25/vetzootec/downloads/v1n2a05.pdf 29. Martinez & Acevedo. (2012). Técnica de Necropsia en Aves. Obtenido de https://www.revistas.veterinariosvs.org/index.php/cima/article/view/110 49 30. Martinez, J. M. (21 de Septiembre de 2017). Avicultura. Obtenido de Necropsia en Aves: https://www.engormix.com/avicultura/foros/necropsia- aves-t19608/ 31. Masaquiza, D. (2012). Evaluacion de cuatro atrapadores de micotoxinas en dietas para pollos parrilleros en crecimiento engorde. 32. Matute & Rivas. (2012). Prevalencia de Parásitos gastrointestinales según época del año en aves de patio jóvenes y adultas en El Sauce, León Nicaragua. Obtenido de http://riul.unanleon.edu.ni: 808 0/js pui/ bitstream/123456789/3311/1/225919.pdf 33. Mencio, P. R. (2014). Manual de Prácticas de Aves. Tuxpan. 34. Meneses, R. C., Gomes, R., & Pinto, D. C. (17 de Junio de 2010). Avian Pathology. Obtenido de Avian Pathology: https://www.tandfonline.com/doi/pdf/10.1080/030794502/000071623 35. Olivares, L. (2006). Prevalencia y carga parasitaria de helmintos gastrointestinales en gallinas de traspatio (Gallus Gallus Domesticus), en el municipio de El Sauce, departamento de León, Nicaragua. Revista Electrónica de Veterinaria REDVET, 11. 36. Organización de Naciones Unidas para la Alimentación y Agricultura. (s.f.). Producción y productos avícolas. Obtenido de Producción y productos avícolas: http://www.fao.org/poultry-production-produc ts/p rod uction/poultry-species/es/ 37. Orozco, F. (1991). Mejora genética avícola.Agroguíasmundi-prensa., (pág. 23). Madrid. 38. Red Mujeres. (2022). La crianza casera de aves. Obtenido de http://redmujeres.org/wp-conte nt/uploads/2019 /01/crianza_casera_ aves.p df 39. Rouhani, S., Ebrahimi, M., Rostami, A., & Fallahi, S. (2014). Cultivo, Eclosión de Huevos y Criopreservación Eficaz, Apropiado y Sencillo del Nematodo Cheilospirura hamulosa . Agris, 2 V. 55, 846-849. 50 40. Toni. (28 de Febrero de 2012). El sistema digestivo del pollo. 41. Tuapanta, M. (2018). Tesis. Obtenido de https ://repos itorio.uta.e du.ec/bitstream/123456789/28460/1/Tesis%20140%20Medicina%20Veter inaria%20y%20Zootecnia%20-CD%20589.pdf 42. Valladares, C. (01 de Julio de 2014). Sitio Argentino de Producción Animal. Obtenido de Sitio Argentino de Producción Animal: https://www.produccion-animal.com.ar/produc cion_aves/ enferme dades_ aves/30-Necropsias_en_Aves.pdf 43. VÉLEZ, J. C. (06 de MARZO de 2015). MEDIBAC LABORATORIO. Obtenido de AGAR NUTRITIVO Medio de cultivo Nutritivo: https://www.labmedibac.com.ec/wp-content/uploads/2015/04/AGAR- NUTRITIVO-MEDIBAC-LAB.pdf ANEXOS Anexo N° 1.- Lugar de Investigación Mapa de la ciudad de Guaranda, perteneciente a la provincia de Bolívar. Anexo N° 2.- Lugar de Investigación Mapa del cantón Chimbo, perteneciente a la provincia de Bolívar. Anexo N° 3.- Lugar de Investigación Mapa del cantón San Miguel, perteneciente a la provincia de Bolívar. Anexo N° 4.- Lugar de Investigación Mapa de la ubicación de la Clínica Veterinaria de la Facultad de Ciencias Agropecuarias, Recursos Naturales y del Ambiente en la Ciudad de Guaranda, provincia de Bolívar. Anexo N° 5.- Base de datos ENCUESTAS REALIZADAS EN LOS CANTONES; GUARANDA; CHIMBO Y SAN MIGUEL # Encuesta # Aves Desparasitación Presencia diarrea Muerte aves Procedencia aves Sistema de crianza de las aves Antiparasitario Exámenes Edad aves Genero Peso ave ( lb) Tipo alimento 1 3 No No No Guaranda Traspatio Ninguno Ninguno cuatro meses Hembra 4.5 Granos y Forraje 2 34 Si No No Guaranda Traspatio Piperazina Ninguno tres meses Macho 3.5 Granos y Forraje 3 15 No No Si Guaranda Traspatio Ninguno Ninguno cinco meses Hembra 2.5 Granos y Forraje 4 20 Si No Si Guaranda Traspatio Piperazina Ninguno seis meses Hembra 3.7 Granos y Forraje 5 1 No No Si Guaranda Traspatio Ninguno Ninguno cinco meses Macho 4.7 Granos y Forraje 6 7 No No No Guaranda Traspatio Ninguno Ninguno Siete meses Macho 4.2 Granos y Forraje 7 5 No No No Guaranda Traspatio Ninguno Ninguno cinco meses Macho 3.9 Granos y Forraje 8 20 No Si Si Guaranda Traspatio Ninguno Ninguno cinco meses Hembra 3.3 Granos y Forraje 9 10 No No No Guaranda Traspatio Ninguno Ninguno Ocho meses Macho 7 Granos y Forraje 10 20 No Si Si Guaranda Traspatio Ninguno Ninguno seis meses Hembra 4.7 Granos y Forraje 11 3 No No Si Guaranda Traspatio Ninguno Ninguno cuatro meses Hembra 3.2 Granos y Forraje 12 15 No No No Guaranda Traspatio Ninguno Ninguno cinco meses Macho 3.3 Granos y Forraje 13 3 No No Si Guaranda Traspatio Ninguno Ninguno Un año Hembra 5.7 Granos y Forraje 14 18 No No Si Guaranda Traspatio Ninguno Ninguno seis meses Macho 4.1 Granos y Forraje 15 20 No No Si Guaranda Traspatio Ninguno Ninguno Ocho meses Macho 4.7 Granos y Forraje 16 10 No No No Guaranda Traspatio Ninguno Ninguno Siete meses Macho 3.7 Granos y Forraje 17 5 Si No Si Guaranda Traspatio Piperazina Ninguno cinco meses Macho 3.3 Granos y Forraje 18 18 No No Si Guaranda Traspatio Ninguno Ninguno Siete meses Macho 4.5 Granos y Forraje 19 10 No No No Guaranda Traspatio Ninguno Ninguno Ocho meses Macho 5.2 Granos y Forraje 20 10 No No No Guaranda Traspatio Ninguno Ninguno seis meses Macho 3.9 Granos y Forraje 21 8 No No No Guaranda Traspatio Ninguno Ninguno cuatro meses Macho 3.7 Granos y Forraje 22 5 No No No Guaranda Traspatio Ninguno Ninguno seis meses Macho 3.9 Granos y Forraje 23 5 No No No Guaranda Traspatio Ninguno Ninguno Un año Macho 5.6 Granos y Forraje 24 5 No No No Guaranda Traspatio Ninguno Ninguno Ocho meses Macho 4 Granos y Forraje 25 5 Si No No Guaranda Traspatio Piperazina Ninguno seis meses Macho 4.3 Granos y Forraje 26 13 No No No Guaranda Traspatio Ninguno Ninguno Siete meses Macho 4.7 Granos y Forraje 27 5 No No No Guaranda Traspatio Ninguno Ninguno seis meses Hembra 3.4 Granos y Forraje 28 15 Si No Si Guaranda Traspatio Piperazina Ninguno Siete meses Hembra 4.5 Granos y Forraje 29 15 Si No Si Guaranda Traspatio Piperazina Ninguno Siete meses Hembra 4.5 Granos y Forraje 30 12 Si No Si Guaranda Traspatio Piperazina Ninguno Ocho meses Macho 5.2 Granos y Forraje 31 3 No Si Si Guaranda Traspatio Ninguno Ninguno cinco meses Macho 5.3 Granos y Forraje 32 10 No Si si Guaranda Traspatio Ninguno Ninguno Siete meses Macho 6 Granos y Forraje 33 5 No Si Si Guaranda Traspatio Ninguno Ninguno Ocho meses Macho 8 Granos y Forraje 34 30 No No No Guaranda Traspatio Ninguno Ninguno Siete meses Macho 8 Granos y Forraje 35 5 Si No No Guaranda Traspatio Piperazina Ninguno nueve meses Macho 8 Granos y Forraje 36 12 No No Si Guaranda Traspatio Ninguno Ninguno seis meses Hembra 4.9 Granos y Forraje 37 25 No Si Si Guaranda Traspatio Ninguno Ninguno Siete meses Macho 6.2 Granos y Forraje 38 25 No Si Si Guaranda Traspatio Ninguno Ninguno cinco me