UNIVERSIDAD ESTATAL DE BOLÍVAR FACULTAD DE CIENCIAS AGROPECUARIAS RECURSOS NATURALES Y DEL AMBIENTE CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Proyecto de Investigación previo a la obtención del título de Médico Veterinario otorgado por la Universidad Estatal de Bolívar a través de la Facultad de Ciencias Agropecuarias, Recursos Naturales y del Ambiente, Carrera de Medicina Veterinaria Tema: Evaluación de la Calidad Espermática mediante los criterios de Kruger (teratozoospermia) en ovinos reproductores tratados con Flumetazona y Dexametazona Autor: Anderk Saith Barragán Flores Tutora: Méd. Alejandra Barrionuevo Mayorga. Mg. Guaranda - Ecuador 2025 III DEDICATORIA Muchas personas fueron parte realmente importante y esencial en la culminación de mi carrera universitaria como Médico Veterinario, dedico una parte de este trabajo de investigación a cada una de esas personas que han sido un apoyo. Dedico este trabajo a mi ejemplo a seguir, a la persona más luchadora, perseverante, valiente y muy comprometida a ser siempre un gran ser humano, mi Padre, Marcial Lenin Barragán Vinueza, por ti soy lo que soy, gracias infinitas gracias por todo su esfuerzo, amor y paciencia. todas y cada una de las experiencias, vivencias y aprendizajes que me ha brindado me han logrado moldear poco a poco, paso a paso; estoy muy orgulloso del padre que tengo y deseo tenerlo a mi lado por el resto de la vida, el amor que le tengo se vuelve cada vez más fuerte e inquebrantable; a mi querida tutora de Tesis Alejandra Barrionuevo y su esposo Diego Puente, personas que Dios puso en mi camino y que se han vuelto muy importantes para mí, gracias por todo; estoy seguro que no los defraudaré, agradecido infinitamente por su amistad y cariño. Y claro que no podía faltar el más importante, un agradecimiento y un abrazo fuerte hasta el cielo, a mi querido abuelo Marcial Barragán, el que nunca me ha desamparado, el que me cuida desde allí arriba y que estoy seguro que se siente orgulloso de la persona en la que me he convertido. Por esto y mil razones más, te dedico este logro mi ángel querido. Anderk Saith Barragán Flores IV AGRADECIMIENTO Quiero expresar mi total agradecimiento, consideración, así como también amor a mis padres Lenin Barragán y Karina Flores, a mis hermanos Lenin Barragán y Marcial Barragán; respeto máximo a todos los docentes y profesionales que a lo largo de esta carrera me han compartido sus conocimientos, experiencias y me han brindado su amistad. También a las personas que fueron un pilar muy importante en todo mi transcurso universitario que sin duda las llevaré en mi corazón. Por otro lado, agradecer infinitamente a todos mis amigos, aquellos que estuvieron a mi lado y han sido parte desde el inicio, me tomaría tiempo mencionarlos, pero estoy muy seguro de que sabrán quienes son, quiero destacar a dos grandes seres humanos que más que una amistad se volvieron mis mentores y mis queridos padres sustitutos, estas personas fueron pieza clave para mi desarrollo educativo, Freddy Guillin y Carolina Barragán, muchas gracias por ser mi soporte académico y personal durante todo este largo tiempo, estoy 100% seguro que hicieron de esta experiencia universitaria mucho más grata y amena. A mi respetable amigo y mentor Rodrigo Silva; quien me ayudó, me impulsó y me permitió ampliarme más en el campo de la veterinaria. Aprendí mucho de ustedes y gracias por abrirme las puertas; amistades que, sin duda, preservaré en mi corazón por siempre. Anderk Saith Barragán Flores V CONTENIDO CAPÍTULO I ............................................................................................................... 1 1.1. INTRODUCCIÓN ........................................................................................... 1 1.2. PROBLEMA .................................................................................................... 3 1.3. OBJETIVOS .................................................................................................... 4 1.3.1. Objetivo General .............................................................................................. 4 1.3.2. Objetivos específicos ........................................................................................ 4 1.4. HIPÓTESIS ..................................................................................................... 5 Hipótesis a: ....................................................................................................... 5 Hipótesis o: ....................................................................................................... 5 CAPÍTULO II .............................................................................................................. 6 2. MARCO TEÓRICO ............................................................................................ 6 2.1. Examen físico de los reproductores ...................................................................... 6 2.2. Condición Corporal .............................................................................................. 6 2.3. Aplomos ............................................................................................................... 7 2.4. Evaluación física del aparato genital .................................................................... 7 2.5. Morfología del espermatozoide ............................................................................ 8 2.5.1. Calidad seminal .................................................................................................... 8 2.5.2. Características Macroscópicas.............................................................................. 9 2.5.3. Olor ...................................................................................................................... 9 VI 2.5.4. Volumen ............................................................................................................... 9 2.5.5. Ph ....................................................................................................................... 10 2.6. Características Microscópicas ............................................................................ 10 2.6.1. Concentración ..................................................................................................... 10 2.6.2. Motilidad ............................................................................................................ 10 2.6.3. Morfología .......................................................................................................... 11 2.6.4. Anormalidades en la morfología espermática .................................................... 12 2.7. Espermatogénesis ............................................................................................... 12 2.8. Criterio de Kruger .............................................................................................. 13 Parámetros evaluados por el criterio de Kruger: ......................................................... 14 Porcentaje de espermatozoides normales: ................................................................... 14 Importancia en veterinaria: .......................................................................................... 15 Otros factores complementarios: ................................................................................. 15 Importancia de los Criterios de Kruger en la Fertilidad Masculina............................. 16 Beneficios de Utilizar los Criterios de Kruger ............................................................ 16 2.9. Dexametazona .................................................................................................... 17 2.9.1. Mecanismos de acción ....................................................................................... 17 2.9.2. Efectos Principales ............................................................................................. 18 2.9.3. Contraindicaciones ............................................................................................. 18 2.10. Flumetazona ....................................................................................................... 18 2.10.1. Mecanismos de acción .................................................................................... 19 2.10.2. Efectos ............................................................................................................ 20 VII 2.10.3. Contraindicaciones .......................................................................................... 21 2.11. Sulfametazona................................................................................................. 22 2.11.1. Mecanismos de acción .................................................................................... 22 2.11.2. Efectos ............................................................................................................ 22 2.11.3. Contraindicaciones .......................................................................................... 23 2.11.4. Precauciones ................................................................................................... 23 2.12. Calidad espermática ........................................................................................ 24 CAPÍTULO III .......................................................................................................... 27 3. MARCO METODOLÓGICO .......................................................................... 27 3.1. Ubicación de la Investigación ............................................................................ 27 3.1.1. Localización de la Investigación ........................................................................ 27 3.1.2. Situación Geográfica .......................................................................................... 27 3.1.3. Zona de Vida ...................................................................................................... 27 3.2. Metodología ....................................................................................................... 28 3.2.1. Material experimental......................................................................................... 28 3.2.2. Tratamientos ....................................................................................................... 28 3.2.3. Descripción de la Unidad Experimental ............................................................. 28 3.2.4. Tipo de diseño de experimental y estadístico ..................................................... 29 3.2.5. Métodos de Evaluación y Datos tomados .......................................................... 29 3.3. Manejo del Experimento Establecimiento y alimentación ................................. 29 Adaptación de los animales ......................................................................................... 30 Selección de animales para cada tratamiento .............................................................. 30 VIII Ejecución de los tratamientos ...................................................................................... 30 Recolección seminal .................................................................................................... 30 Examinación de la calidad seminal ............................................................................. 31 Evaluación de la calidad seminal ................................................................................ 31 Evaluación macroscópica ............................................................................................ 32 Características microscópicas Concentración .............................................................. 32 Motilidad masal ........................................................................................................... 32 Motilidad individual .................................................................................................... 33 Morfología ................................................................................................................... 33 Vitalidad ...................................................................................................................... 34 Integridad del acrosoma .............................................................................................. 34 Bibliografía ................................................................................................................ 61 ANEXOS .................................................................................................................... 70 file:///C:/Users/rafay/Downloads/5%20TESIS_SAITH_BARRAGAN%20REVISADO%2007072025.docx%23_Toc203416188 IX ÍNDICE DE TABLAS Tabla 1 Escala de movilidad masal e individual ........................................................ 11 Tabla 2 Situación Geográfica ..................................................................................... 27 Tabla 3 Tratamientos.................................................................................................. 28 Tabla 4 Descripción de Unidad .................................................................................. 28 Tabla 5 Peso ............................................................................................................... 35 Tabla 6 Condición Corporal ....................................................................................... 36 Tabla 7 Edad .............................................................................................................. 37 Tabla 8 Volumen ........................................................................................................ 38 Tabla 9 Color.............................................................................................................. 39 Tabla 10 Concentración ............................................................................................. 40 Tabla 11 Motilidad Masal, Individual y Progresiva................................................... 42 Tabla 12 Integridad del acrosoma, Funcionalidad de la membrana y Morfología espermática. ................................................................................................................ 43 Tabla 13 Volumen ...................................................................................................... 44 Tabla 14 COLOR (Evans y Maxwell,1990) .............................................................. 45 Tabla 15 Motilidad Masal, Individual y Progresiva................................................... 46 Tabla 16 Integridad del acrosoma, Funcionalidad de la membrana y Morfología espermática. ................................................................................................................ 47 Tabla 17 Adeva con prueba de Tukey – Volumen de eyaculado. .............................. 49 Tabla 18 Adeva con prueba de Tukey – pH seminal. ................................................ 50 Tabla 19 Adeva con prueba de Tukey – Color. ......................................................... 51 Tabla 20 Adeva con prueba de Tukey – Concentración espermática. ...................... 52 X Tabla 21 Adeva con prueba de Tukey – Motilidad individual, masal y progresiva. . 53 Tabla 22 Adeva con prueba de Tukey – Funcionalidad de la membrana. ................. 54 Tabla 23 Adeva con prueba de Tukey – Integridad del acrosoma. ............................ 55 Tabla 24 Adeva con prueba de Tukey – Morfología espermática. ............................ 56 XI INDICE DE FIGURAS Figura 1 Peso según tratamientos y raza .................................................................... 35 Figura 2 Condición corporal. ..................................................................................... 36 Figura 3 Edad ............................................................................................................. 37 Figura 4 Volumen ...................................................................................................... 38 Figura 5 Color ............................................................................................................ 39 Figura 6 Concentración .............................................................................................. 41 Figura 7 Motilidad Masal, Individual y Progresiva .................................................. 42 Figura 8 Integridad del acrosoma, Funcionalidad de la membrana y Morfología espermática ................................................................................................................. 43 Figura 9 Volumen ...................................................................................................... 44 Figura 10 Color .......................................................................................................... 45 Figura 11 Motilidad Masal, Individual y Progresiva ................................................. 46 Figura 12 Integridad del acrosoma, Funcionalidad de la membrana y Morfología espermática. ................................................................................................................ 47 Figura 13 Volumen ................................................................................................... 49 Figura 14 pH .............................................................................................................. 50 Figura 15 Color. ......................................................................................................... 51 Figura 16 Concentración. ........................................................................................... 52 Figura 17 Motilidad masal, individual y progresiva. ................................................. 53 Figura 18 Funcionalidad de la membrana. ................................................................. 54 Figura 19 Integridad del acrosoma. ............................................................................ 55 Figura 20 Morfología espermática. ............................................................................ 56 XII RESUMEN La investigación se centra en la calidad seminal en ovinos, crucial para la producción en Ecuador. El estudio evalúa el impacto de la flumetazona y dexametasona en la calidad del semen, un problema significativo debido a las anomalías espermáticas y pérdidas económicas que causan el estrés y el aumento de la temperatura. Se analizan parámetros macroscópicos y microscópicos, aplicando los estrictos criterios de Kruger para la morfología espermática. Metodológicamente, se utilizó un diseño completamente aleatorizado con seis machos ovinos en San Miguel, Bolívar, Ecuador. Los grupos incluyeron un control y tratamientos con dexametasona (2 mg/kg) y flumetazona (1 mg/kg). Se realizaron dos recolecciones de semen por animal para evaluar los parámetros antes y después de los tratamientos. Los resultados indicaron que la flumetazona tuvo un impacto más negativo en la calidad espermática, reduciendo el volumen eyaculado y aumentando las anomalías morfológicas. Se observaron diferencias altamente significativas en la integridad del acrosoma (p-valor = 0.0001) y la funcionalidad de la membrana (p-valor = 0.0010) en el grupo tratado con flumetazona. Las diferencias se atribuyen a la interferencia de la flumetazona con la espermatogénesis y al posible daño por estrés oxidativo. Se recomienda precaución al usar flumetazona en machos reproductores y se sugiere investigar otros fármacos y los efectos moleculares de la flumetazona, promoviendo el uso ético de los fármacos en animales. Palabras Clave: Teratozoospermia , Flumetazona , Dexametazona , Calidad Seminal. XIII SUMMARY The research focuses on semen quality in sheep, crucial for production in Ecuador. The study evaluates the impact of flumethazone and dexamethasone on semen quality, a significant problem due to sperm abnormalities and economic losses caused by stress and increased temperature. Macroscopic and microscopic parameters are analyzed, applying the strict Kruger criteria for sperm morphology. Methodologically, a completely randomized design was used with six male sheep in San Miguel, Bolívar, Ecuador. The groups included a control group and treatments with dexamethasone (2 mg/kg) and flumethazone (1 mg/kg). Two semen collections per animal were performed to evaluate parameters before and after treatment. The results indicated that flumethazone had a more negative impact on sperm quality, reducing ejaculate volume and increasing morphological abnormalities. Highly significant differences were observed in acrosomal integrity (p-value = 0.0001) and membrane functionality (p-value = 0.0010) in the flumetazone-treated group. These differences are attributed to flumetazone's interference with spermatogenesis and possible oxidative stress damage. Caution is advised when using flumetazone in breeding males, and research into other drugs and the molecular effects of flumetazone is suggested, promoting the ethical use of drugs in animals. Keywords: Teratozoospermia, Flumetazone, Dexamethazone, Semen Quality. 1 CAPÍTULO I 1.1. INTRODUCCIÓN La presente investigación se centra en evaluar la influencia del estrés farmacológico y la temperatura escrotal sobre la calidad seminal en ovinos. En los últimos años, Ecuador ha experimentado un notable incremento en la producción ganadera, destacándose especialmente en la crianza de ovinos. Este aumento se refleja en el crecimiento de la población ovina, que pasó de un 19,1% a un 30,6%. La importancia de los machos en la ganadería ovina es crucial, especialmente para aquellos con alto valor genético, debido a la creciente adopción de tecnologías como la inseminación artificial. Sin embargo, no todos los borregos están aptos para contribuir a la mejora genética a través de la inseminación artificial. (Palomera, y otros , 2015) La calidad seminal de los ovinos es un factor vital para la eficiencia reproductiva y está influenciada por diversos factores tanto internos como externos. Entre los factores más destacados se encuentran el estrés y el aumento de la temperatura, que pueden causar anomalías en los espermatozoides, afectando su motilidad, morfología y otros aspectos cruciales para la fertilidad. El estrés, en particular, puede ser inducido farmacológicamente, mientras que la temperatura escrotal puede variar debido a condiciones ambientales o prácticas de manejo específicas. Estudios previos han demostrado que el estrés y el aumento de la temperatura escrotal pueden llevar a una disminución significativa en la calidad del semen. Por ejemplo, experimentos realizados en toros y carneros han mostrado que la exposición a altas temperaturas y la administración de dexametasona pueden resultar en un aumento de las anomalías 2 espermáticas, una reducción de la motilidad y una disminución en la concentración seminal. Estos hallazgos subrayan la importancia de entender y mitigar los efectos negativos de estos factores para mejorar la salud reproductiva de los ovinos. (Caballa, 2024) En este contexto, la presente investigación, realizada en la quinta San Pedro en San Miguel de Bolívar, tiene como objetivo principal determinar cómo el estrés farmacológico inducido por Flumetazona y Dexametazona y las variaciones en la temperatura escrotal afectan la calidad seminal en ovinos. Para ello, se analizarán diversos parámetros seminales, incluyendo viabilidad espermática, defectos morfológicos, movilidad, concentración y volumen espermático. La investigación se desarrollará utilizando un diseño experimental riguroso, que permitirá obtener datos precisos y relevantes para la implementación de mejores prácticas de manejo en la ganadería ovina. La importancia de este estudio radica en su potencial para ofrecer soluciones prácticas a los problemas de calidad seminal en ovinos, contribuyendo así a la mejora de la productividad y sostenibilidad de la industria ganadera en Ecuador. Al comprender mejor los factores que afectan la calidad del semen, los propietarios podrán adoptar medidas preventivas y correctivas que optimicen la reproducción y la salud general de sus rebaños. (Edwards, 2021) 3 1.2. PROBLEMA En Ecuador, la producción ovina ha aumentado significativamente en los últimos años, convirtiéndose en un sector económico importante. Sin embargo, los productores enfrentan un desafío crítico relacionado con la calidad del semen de los carneros, especialmente aquellos de alto valor genético utilizados para la inseminación artificial. (Ministerio de Agricultura y Ganadería, 2025) El problema central radica en que la calidad seminal de los ovinos se ve afectada por diversos factores, siendo el estrés y el aumento de la temperatura los más perjudiciales. Estos factores provocan anomalías en los espermatozoides, alterando su motilidad, velocidad, morfología y características macroscópicas del semen. Esto resulta en una disminución de la capacidad reproductiva de los carneros y, por ende, en pérdidas económicas para los productores. (Sierra y otros, 2021) La falta de conocimiento entre los ganaderos sobre cómo estos factores externos afectan la espermatogénesis lleva a prácticas de manejo inadecuadas que exponen a los animales a situaciones de estrés térmico y emocional. Esta problemática es particularmente relevante en el contexto de la creciente importancia de la mejora genética a través de la inseminación artificial en el sector ovino ecuatoriano. (Neiker, 2025) La investigación propuesta busca determinar cuál de estos dos factores - temperatura o estrés - tiene un impacto más significativo en la alteración de los espermatozoides ovinos, con el objetivo de mejorar las prácticas de manejo y optimizar la producción en las explotaciones ovinas del país. (Pharma, 2019) 4 1.3. OBJETIVOS 1.3.1. Objetivo General Evaluar la Calidad Espermática mediante los criterios de Kruger (teratozoospermia) en ovinos reproductores tratados con Flumetazona y Dexametazona. 1.3.2. Objetivos específicos Evaluar mediante pruebas físicas y químicas macroscópicas la calidad seminal Asociar posibles efectos adversos(teratozoospermias) a la aplicación de AIES en ovinos. 5 1.4. HIPÓTESIS Hipótesis a: La calidad espermática según los criterios de Kruger en ovinos reproductores es influenciada por la aplicación Flumetazona y Dexametazona. Hipótesis o: La calidad espermática según los criterios de Kruger en ovinos reproductores no es influenciada por la aplicación Flumetazona y Dexametazona. 6 CAPÍTULO II 2. MARCO TEÓRICO 2.1. Examen físico de los reproductores Durante el examen físico de los reproductores ovinos para evaluar su aptitud en la extracción de semen, se realiza una evaluación física detallada. Se observa la condición corporal del animal, se verifica la alineación de sus extremidades y se busca cualquier anormalidad en el sistema reproductor. Estos parámetros externos proporcionan una idea de la disposición seminal que puede ofrecer el ejemplar. Si se detecta alguna irregularidad que esté fuera de los estándares normales, el animal no es considerado apto para la producción de semen. (Balch, 2022) 2.2. Condición Corporal La condición corporal de los ovinos se evalúa de manera indirecta mediante la palpación desde la primera vértebra lumbar hasta la última. Durante este proceso, se determina la condición corporal al sentir las apófisis transversas y espinosas, evaluando la prominencia de estas estructuras y la acumulación de grasa localizada en la zona lumbar. Esta evaluación se realiza utilizando una escala del 1 al 5, donde 1 representa un estado caquéctico y 5 indica obesidad. La zona lumbar es crucial porque es donde se refleja inicialmente la acumulación o pérdida de grasa, proporcionando así información sobre el estado nutricional del animal, durante la palpación, el evaluador siente las apófisis espinosas y las apófisis transversas (proyecciones óseas hacia los lados) de las vértebras. Se evalúa la prominencia de estas estructuras óseas y la cantidad de grasa y músculo que las recubre (Montossi y otros, 2023) 7 2.3. Aplomos Durante la evaluación de los reproductores ovinos, se verifica la correcta alineación de las extremidades delanteras y traseras, asegurándose de que no haya desviaciones ni tensiones perceptibles. Se presta especial atención a las extremidades pelvianas, tanto cuando el animal está quieto como en movimiento. En posición estática, se observa la posición y el equilibrio en los cuatro miembros, mientras que en movimiento se evalúa la presencia de cojeras o dificultades para caminar. (Lazo, 2022) 2.4. Evaluación física del aparato genital La evaluación física del aparato reproductor comienza con la inspección meticulosa de la bolsa del escroto para garantizar que esté íntegra y libre de lesiones. A continuación, se realiza la medición de su circunferencia, que generalmente oscila entre 30 y 32 cm, ya que este tamaño está asociado con una producción adecuada de espermatozoides. Se examina la simetría de los testículos, su firmeza y su capacidad para deslizarse fácilmente dentro del escroto. ( Universidad Nacional Autónoma de México, 2021) Además, se procede a palpar los testículos para verificar la presencia de ambos, evaluando su tamaño y volumen, y asegurándose de que hayan descendido correctamente. Se busca específicamente la presencia de criptorquidia, que es la ausencia de uno o ambos testículos en el escroto. Por último, se examina el pene en busca de cualquier anormalidad, desde el prepucio hasta la parte más anterior del órgano, completando así la evaluación integral del aparato genital del animal. (Heidaria y otros, 2023) 8 2.5. Morfología del espermatozoide La estructura del espermatozoide se compone de varias partes distintas: la cabeza, el acrosoma, la pieza intermedia y el flagelo, con una longitud típica de 70 a 80 micras. (Pucheu Haston, 2020) La cabeza del espermatozoide tiene una forma ovalada y aplanada, y es donde se encuentra el material genético, es decir, el ADN. Esta parte también contiene el acrosoma, que es crucial para la penetración del óvulo durante la fertilización. (Triana y otros, 2022) La pieza intermedia incluye el cuello o centriolo, el filamento axial y una gran cantidad de mitocondrias. Estas estructuras son fundamentales para proporcionar energía y soporte estructural al espermatozoide. (Llave, Graaf, & Rickard, 2024) Finalmente, la cola del espermatozoide contiene el filamento axial y una alta concentración de mitocondrias, que son responsables de generar la energía necesaria para el movimiento del espermatozoide a través del tracto reproductivo femenino hacia el óvulo. (Mullo, 2023) 2.5.1. Calidad seminal Se realiza una evaluación exhaustiva de la calidad del eyaculado para determinar su idoneidad en la fertilización de hembras ovinas, asegurando que no provoque complicaciones durante la gestación ni altas tasas de infertilidad (Allende y Arisnabarreta, 2021). Este análisis del semen abarca tanto características macroscópicas, como el pH, color, volumen y olor, así como características microscópicas, que incluyen la morfología, motilidad y concentración espermática. 9 Una vez que se han evaluado estas medidas, se decide si el eyaculado puede ser utilizado para la reproducción o si debe descartarse debido a la presencia de un número elevado de anormalidades. (Silvestre y otros, 2021) 2.5.2. Características Macroscópicas Color: El aspecto del semen es influenciado por la concentración de espermatozoides y la presencia de factores externos como sangre, orina o arena, entre otros. Normalmente, dependiendo de la concentración espermática, se pueden observar tres tipos de tonalidades: Blanco ligeramente transparente: Indica una concentración baja o muy baja de espermatozoides. (Yánez Ortiz y otros, 2022) Blanco lechoso: La concentración espermática es moderada, pero no óptima. Blanco espeso y cremoso: Indica una concentración muy alta de espermatozoides, siendo favorable para la fertilidad. (Allende y Arisnabarreta, 2021) 2.5.3. Olor El aroma natural del semen es distintivo, pero puede alterarse si hay infecciones en el tracto reproductivo del macho, adoptando un olor desagradable. Además, si se mezcla con orina, el olor puede volverse más intenso. (Pichardo y otros, 2021) 2.5.4. Volumen El volumen del eyaculado en los borregos puede variar considerablemente, generalmente oscilando entre 0.5 ml y 2 ml. Esta variabilidad depende de varios factores, como la frecuencia de extracción diaria, la excitabilidad individual del animal y el método utilizado para recolectar el semen. Estos aspectos juegan un papel crucial 10 en la cantidad total de semen que se puede obtener de cada animal durante las sesiones de recolección. (Triana y otros, 2022) 2.5.5. Ph El semen ovino presenta un rango de pH que va de ligeramente ácido a neutral, situándose entre 6,8 y 7,2. Existe una relación inversa entre la concentración espermática y el nivel de alcalinidad del semen: las muestras menos concentradas tienden a ser más alcalinas, mientras que las más concentradas se inclinan hacia la acidez. Para determinar el pH seminal, se emplea una técnica sencilla utilizando tiras de papel indicador de pH. (Pichardo y otros, 2021) 2.6. Características Microscópicas 2.6.1. Concentración La concentración se obtiene mediante la utilización de instrumentos como la cámara de Neubauer, el fotocolímetro, la espectrofotometría y el espermidensímetro. La concentración de espermatozoides que se presentan por cada ml de volumen va de 200 a 300 millones en los ovinos. (Mullo, 2023) 2.6.2. Motilidad Es la evaluación que mide la integridad y la viabilidad que presentan los espermatozoides de los eyaculados. Se clasifica en motilidad masal e individual (Londoño, 2022). La motilidad masal se evalúa mediante la observación en el microscopio con un lente de 10 o 40x y se clasifica en una escala que va de 5 a 0, siendo 5 el más viable con movimiento de remolino y 0 sin presencia de corrientes (Eulogio Kantuta, 2021). La motilidad individual también se examina a través del microscopio 11 con un lente de 40x y se evalúa con una escala de 5 a 0, catalogándose en 5 a los movimientos rápidos, rectilíneos y 0 sin progreso (Silva , Fassana, 2017). En la siguiente tabla se presenta la escala de motilidad individual y masal. Tabla 1 Escala de movilidad masal e individual Escala Motilidad masal Motilidad individual 0 Sin corrientes Nulo movimiento rectilíneo 1 Poca corriente 20% movimiento gradual 2 Corrientes moderadas 40% movimiento gradual 3 Varias corrientes 60% movimiento gradual 4 Suficientes corrientes rápidas 80% movimiento gradual 5 Sin número de remolinos rápidos y movimiento fornido 100% o casi 100% de movimiento rectilíneo Fuente: (Ávalos et al., 2018). 2.6.3. Morfología El análisis de la morfología de los espermatozoides es crucial para la obtención del porcentaje de anormalidad que presenta cada eyaculado, ya que está completamente ligado con la tasa de fertilidad, es decir, a mayor cantidad de presencia de anormalidades espermáticas mayor es el porcentaje de infertilidad. Esto se debe a que cada estructura cumple con una función fundamental en la interacción con el oocito. Para la visualización de la morfología espermática se utiliza una tinción de eosina – 12 nigrosina, determinándose como espermatozoides muertos a aquellos que están pintados de rosa. (Larsen, 2021) 2.6.4. Anormalidades en la morfología espermática Las anormalidades de los espermatozoides se clasifican de acuerdo a la zona afectada, si es una anomalía en la cabeza, en el acrosoma, en el cuello o una afectación en la cola. Las anormalidades también pueden clasificarse en primarias, secundarias o terciarias (Londoño, 2022). Las anormalidades espermáticas primarias son aquellas que se presentan desde la espermatogénesis y se observan cabezas piriformes, cabezas libres, macro y microcefalia, cabeza invertida, acrosoma nudoso, gota citoplasmática espermatozoide decapitado, cabeza alargada, flagelos enrollados, cuello arrollado, pieza intermedia doble, colas cortas. (Allende y otros, 2021) Las alteraciones secundarias son aquellas que se desarrollan desde que permanecen en el epidídimo y durante la eyaculación, aquí predominan las afectaciones a la cola de los espermatozoides como flagelos enrollados, doblados, pero también se manifiestan las anomalías en cabeza y cuello (Devincenzi, 2007). Las anomalías terciarias son aquellas que se manifiestan por un mal manejo de extracción de eyaculado o por los factores ambientales como estrés, temperatura, inadecuada recolección, contaminación de la muestra, entre otros (Delgado Cáceres, 2013). Para que un eyaculado sea viable debe mantener menos del 15% de espermatozoides estructuralmente anormales. (Llave y otros, 2024) 2.7. Espermatogénesis Es un proceso fisiológico el cual se encarga de la producción de espermatozoides. Las 13 células encargadas de la espermatogénesis son aquellas que forman los túbulos seminíferos, las cuales son de morfología cilíndrica y albergan a las células de Sertoli y las espermatogénicas (Allende y Arisnabarreta, 2021). Las células de Sertoli son las encargadas de nutrir y preservar a las células espermatogénicas, en estas últimas están presentes las espermatogonias diploides inmaduras que se difieren en tres etapas, las dos primeras en los túbulos seminíferos y la final en epidídimo (FuM, y otros, 2022). En la primera fase denominada Espermatocitogénesis se lleva a cabo la diferenciación celular de las espermatogonias, en donde al suceder la mitosis se segmentan y hay proliferación de espermatocitos primarios, formando células hijas (Orozco, 2017). La meiosis en donde se consigue que los gametocitos pasen de ser diploides a haploides y se les conoce como espermatocitos secundarios, los mismos que por meiosis II se duplican cada uno dando lugar a la formación de 4 células haploides llamadas espermátidas (Raineri, 2013). La tercera etapa de espermiogénesis en donde se desarrolla la cola de espermatozoide, pierde volumen de fluido y citosol. Para desarrollar el suceso las espermátidas migran desde los túbulos seminíferos hacia el epidídimo (Raineri, 2013). Los espermatozoides terminan de diferenciarse en el epidídimo de los testículos y se mantienen hasta la eyaculación. La maduración termina cuando llega al tracto genital de la hembra mediante un proceso de capacitación. (Sol y otros, 2022) 2.8. Criterio de Kruger El criterio de Kruger es un método utilizado en medicina veterinaria y medicina 14 humana para evaluar la calidad de los espermatozoides en el análisis de semen, especialmente en estudios de fertilidad. Este criterio, también llamado estricto criterio de Kruger, se enfoca en la morfología espermática (la forma de los espermatozoides), siendo uno de los parámetros más importantes para evaluar la fertilidad del macho. (Pelzman y otros, 2024) Según reproducción asistida , Los criterios de Kruger son unos criterios más estrictos que los de la Organización Mundial de la Salud (OMS) utilizado para evaluar la morfología de los espermatozoides, una muestra seminal se considera normal cuando presenta un 14-15% de espermatozoides con formas normales. En cambio, la OMS estable un límite de normalidad más bajo, ya que únicamente se necesita un 4%, teniendo en cuenta los criterios del año 2010. (Zermiani y otros, 2022) Parámetros evaluados por el criterio de Kruger: Morfología espermática estricta: Los espermatozoides se clasifican como normales o anormales. Esperma normal: Tiene una cabeza ovalada y lisa, una cola recta y de longitud adecuada, y sin defectos visibles. Esperma anormal: Presenta defectos en la cabeza (demasiado grande, pequeña o con forma irregular), cuello, pieza media (engrosada o delgada) o en la cola (enrollada, corta o bifurcada). Porcentaje de espermatozoides normales: Según los criterios estrictos de Kruger, para que el semen sea considerado de buena calidad, al menos el 4-15% de los espermatozoides deben tener una morfología normal. (Wald y otros, 2021 ) 15 Cualquier valor por debajo de este rango puede estar asociado con problemas de fertilidad. Criterios de normalidad específicos: Cabeza: Debe tener una forma ovalada, con una membrana acrosómica bien definida que cubra al menos el 40-70% de la cabeza. Pieza media (cuello): Debe estar alineada con la cabeza y no tener engrosamientos o deformidades. Cola: Debe ser recta, de longitud adecuada y sin enrollamientos. Importancia en veterinaria: En veterinaria, los criterios de Kruger se usan particularmente en la evaluación de sementales o machos reproductores, como toros, caballos, perros y gatos, para determinar su capacidad reproductiva antes de la cría o inseminación artificial. También se emplea en estudios de reproducción asistida. (Ricardo Lozano Hernández, 2014) El análisis de semen bajo el criterio de Kruger es mucho más estricto que otros métodos de evaluación de esperma. De esta forma, aunque el porcentaje de espermatozoides considerados normales puede ser bajo, se cree que este análisis proporciona una evaluación más precisa de la calidad espermática y la fertilidad real del animal. (Balch, 2022) Otros factores complementarios: Además de la morfología, los análisis de semen suelen incluir el estudio de otros parámetros como: Movilidad de los espermatozoides. 16 Concentración espermática. Volumen del eyaculado. Viabilidad (porcentaje de espermatozoides vivos). Importancia de los Criterios de Kruger en la Fertilidad Masculina La evaluación de la morfología del esperma mediante los criterios de Kruger es esencial por varias razones: Diagnóstico Preciso: Al aplicar un estándar estricto, estos criterios permiten un diagnóstico más preciso de problemas de fertilidad relacionados con la calidad del esperma. (Pucheu Haston, 2020). Pronóstico de Fertilidad: Un alto porcentaje de anomalías críticas que alteran el normal funcionamiento de un espermatozoide puede ser indicativo de problemas de fertilidad, orientando a los especialistas sobre el mejor curso de tratamiento. (Raineri, 2013) Optimización de Tratamientos de Reproducción Asistida: En técnicas como la inseminación intrauterina (IIU) y la fecundación in vitro (FIV), conocer la calidad morfológica del esperma puede ser crucial para el éxito del tratamiento. (R, 2024). Beneficios de Utilizar los Criterios de Kruger Selección de Espermatozoides para Reproducción Asistida: Al identificar espermatozoides con morfología óptima, aumentan las probabilidades de éxito en procedimientos de reproducción asistida. (Fum y otros, 2022) Identificación de Factores de Infertilidad: Un análisis detallado de la morfología del esperma puede ayudar a identificar causas subyacentes de la infertilidad masculina, permitiendo tratamientos más dirigidos. (Özbek, 2023) 17 2.9. Dexametazona La dexametasona es un potente corticosteroide sintético ampliamente utilizado en medicina veterinaria. Se emplea principalmente como antiinflamatorio e inmunosupresor para tratar una variedad de condiciones en diferentes especies animales, incluyendo perros, gatos, caballos y ganado. Sus aplicaciones abarcan desde alergias y problemas dermatológicos hasta enfermedades autoinmunes, shock y ciertos tipos de cáncer. (Zubeldia y otros, 2021) Se puede administrar de diversas formas, como inyecciones, comprimidos orales o aplicaciones tópicas. Aunque es muy eficaz, su uso debe ser cuidadosamente monitoreado debido a posibles efectos secundarios, especialmente en tratamientos a largo plazo. Como en humanos, puede causar efectos como aumento de sed, apetito y susceptibilidad a infecciones, por lo que su administración debe ser supervisada por un veterinario. (Tashkovska, 2024) 2.9.1. Mecanismos de acción La dexametasona actúa principalmente uniéndose a receptores de glucocorticoides en el citoplasma celular. Una vez unidos, estos complejos receptor-esteroide se trasladan al núcleo de la célula, donde modulan la transcripción genética. Este proceso afecta la síntesis de diversas proteínas, incluyendo aquellas involucradas en la inflamación y la respuesta inmune. Como resultado, la dexametasona inhibe la producción de mediadores inflamatorios y suprime la respuesta inmunitaria del organismo. (Pichardo y otros, 2021) 18 2.9.2. Efectos Principales La dexametasona es conocida por ser un potente antiinflamatorio e inmunosupresor. Además de estos efectos primarios, también actúa como antialérgico y ayuda a reducir el edema en diversos tejidos. A nivel metabólico, la dexametasona afecta el metabolismo de carbohidratos, incrementando la gluconeogénesis y pudiendo causar hiperglucemia. También influye en el metabolismo de proteínas y lípidos, lo que puede resultar en efectos como el catabolismo muscular y la redistribución de la grasa corporal con uso prolongado. (Allende, 2021) 2.9.3. Contraindicaciones El uso de dexametasona está contraindicado en varias situaciones clínicas. Estas incluyen infecciones sistémicas no tratadas, debido al riesgo de empeorarlas por su efecto inmunosupresor. También se debe evitar en casos de hipersensibilidad conocida al fármaco. Otras contraindicaciones incluyen úlcera péptica activa, osteoporosis severa, psicosis no controlada, glaucoma y diabetes mellitus descompensada. Sin embargo, es importante notar que en situaciones de emergencia o cuando los beneficios potenciales superan los riesgos, algunas de estas contraindicaciones pueden ser reconsideradas bajo estricta supervisión médica. (Heidaria, y otros, 2023) 2.10. Flumetazona Flumetazona es un corticosteroide sintético, específicamente un glucocorticoide, que se utiliza por sus potentes propiedades antiinflamatorias, inmunosupresoras y antialérgicas. Los corticosteroides son hormonas que imitan los efectos del cortisol, una hormona natural producida por las glándulas suprarrenales. 19 En el ámbito veterinario, la flumetazona se utiliza principalmente para tratar inflamaciones, reacciones alérgicas y otras afecciones que involucran el sistema inmunológico en animales. Puede administrarse por v;ía tópica (en la piel), oftálmica (en los ojos), u otológica (en los oídos), según la condición a tratar. (Larsen, 2021) Su acción principal es reducir la respuesta inflamatoria del cuerpo al bloquear la producción de sustancias que desencadenan la inflamación y las reacciones alérgicas. 2.10.1. Mecanismos de acción Según Panavet, n.d. los mecanismois de acción: • Inhibición de la síntesis de prostaglandinas y leucotrienos La inhibición de la síntesis de prostaglandinas y leucotrienos es un mecanismo fundamental en la acción de numerosos fármacos, especialmente los antiinflamatorios. La flumetazona bloquea la acción de la enzima fosfolipasa A2, lo que evita la liberación de ácido araquidónico. El ácido araquidónico es el precursor de mediadores inflamatorios como las prostaglandinas y los leucotrienos, que son responsables de promover la inflamación, el dolor y la fiebre. Al reducir la producción de estas sustancias, se suprime la inflamación. (Callbest, 2020) • Supresión de la migración de células inflamatorias La flumetazona reduce la migración de leucocitos (glóbulos blancos) hacia los sitios de inflamación, lo que disminuye la respuesta inflamatoria. También reduce la permeabilidad capilar, lo que previene la acumulación de líquido y la hinchazón en los tejidos afectados. (Laboratorio Ripoll, 2021) • Inhibición de la liberación de citocinas y mediadores proinflamatorios 20 Este corticosteroide reduce la síntesis y liberación de citocinas proinflamatorias (como el factor de necrosis tumoral α y la interleucina-1) y otras moléculas que amplifican la respuesta inflamatoria. Al inhibir estas sustancias, se minimiza la activación del sistema inmune y, por ende, la inflamación. (Navetsa, 2025) • Modulación de la expresión genética La flumetazona, como otros glucocorticoides, se une a receptores intracelulares de glucocorticoides, formando un complejo que entra al núcleo celular. Allí, regula la transcripción de genes implicados en la inflamación y el sistema inmunológico, suprimiendo genes proinflamatorios y activando genes antiinflamatorios. (Nurcamein, 2024) • Efecto inmunosupresor La flumetazona reduce la actividad del sistema inmunológico al inhibir la proliferación y función de células inmunitarias como linfocitos T y B. Esto disminuye las respuestas inmunitarias anormales o exacerbadas, como ocurre en enfermedades autoinmunes o reacciones alérgicas. (Montossi y otros, 2023) 2.10.2. Efectos Según Biowet, 2018 los Efectos terapéuticos: Antiinflamatorio: La flumetazona reduce la inflamación al inhibir la producción de mediadores inflamatorios, como las prostaglandinas y los leucotrienos. Esto ayuda a disminuir el enrojecimiento, hinchazón, dolor y calor en la zona afectada. Inmunosupresor: Al suprimir la actividad del sistema inmunológico, la flumetazona es eficaz en el tratamiento de enfermedades autoinmunes, alergias y afecciones que 21 implican una respuesta inmune exagerada. Antialérgico: Ayuda a reducir los síntomas de alergias como picazón, enrojecimiento y edema al disminuir la liberación de histamina y otras sustancias que participan en las reacciones alérgicas. 2.10.3. Contraindicaciones La flumetazona está contraindicada en animales con infecciones activas no controladas (bacterianas, virales o fúngicas), ya que suprimen la respuesta inmune y pueden empeorar dichas infecciones. Tampoco debe utilizarse en casos de hipersensibilidad o alergia conocida al medicamento. (Aclimu, 2024) No debe aplicarse sobre lesiones cutáneas abiertas, ya que podría retrasar la cicatrización. Está contraindicada en animales con diabetes mellitus, síndrome de Cushing o problemas hepáticos y renales, debido a los efectos metabólicos de los glucocorticoides. También es riesgoso su uso en animales con glaucoma o infecciones oculares no tratadas, porque puede aumentar la presión intraocular o empeorar infecciones. (Sierra y otros, 2021) En animales gestantes o lactantes, la flumetazona debe usarse con precaución, ya que puede atravesar la placenta o pasar a la leche y afectar a las crías. Asimismo, su uso en animales jóvenes o en crecimiento debe ser limitado, ya que podría interferir en su desarrollo. Finalmente, está contraindicada en animales con úlceras gástricas o enfermedades cardiovasculares, y su administración prolongada debe ser siempre supervisada por un veterinario para evitar complicaciones graves. (Özbek, 2023) 22 2.11. Sulfametazona La sulfametazona es un medicamento antibacteriano del grupo de las sulfamidas, utilizado en medicina veterinaria y humana para tratar diversas infecciones bacterianas. (Werth, 2024). 2.11.1. Mecanismos de acción La sulfametazona representa un agente antibacteriano fundamental en el tratamiento de infecciones bacterianas en especies animales, con un mecanismo de acción altamente específico y selectivo que interrumpe procesos metabólicos microbianos. (Vicente y otros, 2020). Mecanismo de Interferencia Metabólica. El principio fundamental de su acción se sustenta en la interferencia del metabolismo bacteriano mediante el bloqueo de la síntesis de ácido fólico. La sulfametazona actúa como un análogo estructural del ácido para-aminobenzoico (PABA), compitiendo directamente por los sitios enzimáticos responsables de la producción de tetrahidrofolato. (Sharma, 2023). 2.11.2. Efectos Los efectos terapéuticos de la sulfametazona en el ámbito veterinario son amplios y significativos. Su espectro de acción abarca múltiples sistemas orgánicos y diversas especies animales, constituyéndose como una herramienta fundamental en el tratamiento de procesos infecciosos. (MSD Salud Animal , 2025). En producciones pecuarias, resulta especialmente útil para combatir infecciones en sistemas respiratorio, digestivo y genitourinario. En ganado bovino, se emplea frecuentemente para tratar neumonías, mastitis y procesos infecciosos intestinales. En 23 pequeños rumiantes como ovinos y caprinos, demuestra eficacia contra infecciones bacterianas que pueden afectar la producción láctea y reproductiva. (Mercer, 2022) Los efectos secundarios pueden variar según la especie animal. En rumiantes, pueden presentarse alteraciones gastrointestinales leves, reducción temporal del apetito o reacciones alérgicas cutáneas. La dosificación y tolerancia difieren significativamente entre especies, requiriendo una evaluación veterinaria personalizada. (Pucheu Haston, 2020). 2.11.3. Contraindicaciones Las contraindicaciones de la sulfametazona en medicina veterinaria presentan particularidades específicas según la especie animal y su condición sanitaria. Algunas contraindicaciones absolutas incluyen: Animales con hipersensibilidad conocida a sulfamidas Especies con insuficiencia renal grave. Animales con compromiso hepático severo Ejemplares en estado de gestación avanzada Animales con sistemas inmunológicos comprometidos. En producciones pecuarias, se debe evaluar cuidadosamente su uso en animales destinados para consumo humano, considerando los períodos de eliminación y los límites de residuos permitidos. (Vyas, 2024). 2.11.4. Precauciones La administración veterinaria de sulfametazona requiere un protocolo meticuloso de manejo y seguimiento. Las precauciones fundamentales incluyen: Evaluación previa del estado de salud del animal. 24 Determinación de la dosificación según especie, peso y condición Monitoreo de la función renal y hepática. Control de posibles reacciones adversas. Respeto estricto de los períodos de suspensión en animales de producción. La dosificación varía significativamente entre especies. Por ejemplo, en bovinos puede rondar entre 10-20 mg/kg, mientras que en pequeños rumiantes la dosis se ajusta más finamente considerando peso y condición específica. (ALEPRyCS, 2020). 2.12. Calidad espermática La calidad espermática en ovinos representa un aspecto fundamental en la reproducción y mejoramiento genético de los rebaños. Este proceso complejo involucra múltiples factores que determinan la capacidad reproductiva de los carneros, siendo esencial para garantizar una descendencia saludable y productiva. (Bautista, y otros, 2020). La espermatogénesis en ovinos presenta características únicas, marcadamente influenciada por factores fotoperíodicos. Los carneros experimentan ciclos reproductivos estacionales, donde la producción espermática varía significativamente según la duración del día, generando períodos de mayor y menor actividad reproductiva. Esta particularidad biológica determina momentos óptimos para la reproducción y la selección de reproductores. (Ruiz, 2023). El volumen seminal constituye uno de los primeros parámetros evaluados en la calidad espermática ovina. En carneros saludables, el eyaculado oscila entre 0.8 y 2 mililitros, proporcionando información crucial sobre la funcionalidad del sistema reproductivo. Un volumen adecuado indica la correcta actividad de las glándulas accesorias y permite 25 anticipar potenciales problemas reproductivos. (Maza Gamboa y otros, 2018). La concentración espermática representa otro indicador crítico en la evaluación de la calidad seminal. Los carneros de alta productividad presentan valores entre 2 y 4 mil millones de espermatozoides por mililitro. Esta métrica refleja directamente la capacidad de producción testicular y se considera un parámetro fundamental para determinar la fertilidad del reproductor. (Reproduccion Asistida ORG, 2021) La motilidad espermática emerge como un elemento decisivo en la evaluación reproductiva. Un carnero de alta calidad debe presentar motilidad progresiva superior al 70%, caracterizada por movimientos rectilíneos, vigorosos y con capacidad de desplazamiento rápido y efectivo. La evaluación de este parámetro permite identificar la viabilidad y potencial fertilizante de los espermatozoides. (Balch, 2022). La morfología espermática se analiza mediante criterios estrictos que determinan la normalidad de los espermatozoides. Se consideran normales aquellos que presentan una cabeza oval regular, acrosoma íntegro, segmento medio delgado y simétrico, y flagelo sin alteraciones. El porcentaje de espermatozoides morfológicamente normales indica la calidad del proceso de espermatogénesis. (Mendoza, 2023). Múltiples factores influyen en la calidad espermática ovina. Entre estos se encuentran aspectos genéticos como la raza y línea genealógica, condiciones ambientales como temperatura y luminosidad, estado nutricional, y características individuales del reproductor. La interacción de estos elementos determina la capacidad reproductiva del carnero. (Aclimu, 2024). Los métodos de evaluación espermática en ovinos requieren técnicas especializadas que incluyen microscopía de campo claro, análisis computarizado, tinciones 26 diferenciales y pruebas de integridad de membrana. Cada técnica proporciona información específica sobre diferentes aspectos de la calidad espermática, permitiendo un diagnóstico comprehensive. (R, 2024). La importancia de la calidad espermática trasciende la simple reproducción. Representa una herramienta fundamental para el mejoramiento genético, determinando la eficiencia reproductiva del rebaño, la tasa de fertilidad y el número de corderos por temporada. La selección de reproductores basada en parámetros espermáticos permite optimizar la productividad y sanidad del sistema pecuario. (Neiker, 2025). 27 CAPÍTULO III 3. MARCO METODOLÓGICO 3.1. Ubicación de la Investigación 3.1.1. Localización de la Investigación El presente estudio se realizó en la Quinta San Pedro ubicada el sector Piscohurco, en la parroquia urbana San Miguel, a cinco minutos del Cantón San Miguel de Bolívar, provincia de Bolívar. 3.1.2. Situación Geográfica La altitud del lugar de investigación es de 2930 m.s.n.m. y cuyas coordenadas geográficas son: 1° 42′ 0″ latitud Sur y 79° 1′ 60″ longitud Oeste. Su clima es templado frío y su temperatura oscila entre 8 y 20° C. Tabla 2 Situación Geográfica Características Descripción Temperatura, °C 8 – 20 Precipitación Anual, mm 1747 Clima Templado-frío Humedad relativa, % 0 Altitud, msnm 2930 Fuente: (INAHMI, 2017) 3.1.3. Zona de Vida La zona de vida corresponde a un Bosque Montano Nublado según el diagrama de Leslie Holdridge. 28 3.2. Metodología 3.2.1. Material experimental • 6 ovinos machos. Factor de Estudio Factor A: Ovinos. Factor B: Fármacos. Factor B1: Dexametazona. Factor B2: Flumetazona. 3.2.2. Tratamientos Tabla 3 Tratamientos 3.2.3. Descripción de la Unidad Experimental Tabla 4 Descripción de Unidad Localidades 1 Tratamientos 3 Repeticiones 2 Número de Ovinos por Repeticiones 1 Número de Unidades Experimentales 6 Tratamientos Descripción T0 Testigo sin aplicación de tratamientos T1 Aplicación de Dexametazona a dosis de 2mg/kg de PV T2 Aplicación de Flumetazona a dosis de 1mg/kg de PV 29 3.2.4. Tipo de diseño de experimental y estadístico La evaluación de los tratamientos se realizó mediante un diseño completamente aleatorizado (DCA), con pruebas estadísticas de Normalidad de datos para determinar la significancia de los mismos con pruebas de Tukey al 95%. 3.2.5. Métodos de Evaluación y Datos tomados Peso: Se evaluó mediante una báscula al inicio y final del experimento en Kg de PV. Edad: Se registro e n años y meses mediante registro y comprobación de la fórmula dentaria. Condición Corporal: Se evaluó en la escala de 0 a 5 considerándose 1 como muy delgado, 2 delgado, 3 normal, 4 gordo y 5 obeso. Características macroscópicas del semen: Se evaluó volumen, translucidez, color, olor. Características microscópicas del semen: Concentración, Motilidad masal, motilidad individual, Morfología, Vitalidad, Integridad del acrosoma. 3.3. Manejo del Experimento Establecimiento y alimentación Los animales sometidos al experimento permanecieron en su lugar de residencia (quinta “San Pedro”) bajo un sistema de crianza intensiva, para evitar desencadenar estrés por movilización y cambio de hábitat. Los corrales donde se encuentren estarán dotados de bebederos y comederos. La alimentación de los borregos se basará en kikuyo cortado, avena y ensilaje en pequeñas dosis, la primera a las 6:00 am y la segunda 15:00 pm, mientras que el agua será ad libitum. 30 Adaptación de los animales Para adaptar a los 6 ovinos se necesitaron dos hembras que estén en celo, el cuál fue inducido con la administración de 0,5ml de Benzoato de estradiol vía intramuscular 48 horas antes del entrenamiento, de manera que estimulen a los machos para realizar los saltos e intento de monta y se procedio a ingresar la vagina artificial, con el objetivo de entrenar en el manejo de la extracción seminal. Este procedimiento de adaptación se llevó a cabo 10 días previos a la experimentación. Selección de animales para cada tratamiento Los 6 ovinos fueron uniformes en cuanto a las variables: raza, peso y edad similar; de manera que, se ubicándose al azar los borregos al azar para cada tratamiento. Ejecución de los tratamientos Para el primer tratamiento que produjo un efecto de estrés farmacológico se administró dexametazona a dos animales seleccionados al azar, con una dosis de 2mg/kg de peso del animal vía intramuscular durante 4 días previos a la primera extracción de semen. Para el segundo tratamiento que produjo un efecto de estrés farmacológico se administró flumetazona a dos animales seleccionados al azar, con una dosis de 2mg/kg de peso del animal vía intramuscular durante 4 días previos a la primera extracción de semen. Para el testigo, se eligieron a los dos machos restantes, los cuales no estuvieron sometidos a ningún tratamiento. Recolección seminal Se empelaron 6 machos ovinos para la obtención de las muestras de semen. Para esta 31 actividad, se esquilo el área ventral del miembro pelviano para impedir la contaminación con microorganismos en las muestras. La recolección seminal se realizó por la vagina artificial para ovinos con la finalidad de facilitar la extracción y aprovechar la cantidad pequeña de eyaculado. Para el procedimiento experimental se efectuaron 2 recolecciones de semen por cada animal a inicio y fin de mes cumpliendo con las 4 semanas, obteniendo 8 muestras de semen en total de los ovinos, es decir, al final de la experimentación se obtuvieron 4 muestras de cada tratamiento. Los procesos de recolección se hicieron a la misma hora por la mañana en todos los casos. Examinación de la calidad seminal Es de suma importancia tener un cuidado riguroso con las muestras de espermatozoides para no alterar los resultados, por ejemplo: impedir contaminación con el ambiente, evitar un cambio abrupto de temperatura para que no se produzca un shock térmico (Chango, 2023). Para la evaluación se realizó un pool de las dos muestras de semen recolectadas el mismo día, de ambos borregos de un mismo tratamiento, es decir, al final se obtuvieron 4 análisis seminales de cada tratamiento (8 espermatogramas totales). Además, las muestras recolectadas se mantuvieron en un cooler cubierto internamente de aluminio que ayudo a mantener la temperatura. Evaluación de la calidad seminal Posteriormente a cada recolección seminal en los frascos estériles, las muestras fueron selladas y colocadas en el cooler para mantener a una temperatura de 37°C. Rápidamente se proseguirá a realizar el examen seminal, que medirá volumen, color, 18 translucidez, concentración, olor, motilidad individual y masal, morfología, 32 anormalidades y vitalidad. Evaluación macroscópica Volumen. Se visualizo directamente los ml que contienen el frasco recolector, siendo el eyaculado normal de ovinos de 0,7 a 3ml (Cueto et al., 2016). Translucidez. Se medirá en tres escalas: 1= turbio, 2= poco transparente, 3= totalmente transparente. Color. Se evaluarán los siguientes tipos de tonos, de esta manera: 1. Blanco un poco transparente (concentración baja) 2. Blanco tipo lechoso (concentración media) 3. Blanco espeso tipo cremoso (concentración alta) 4. Amarillento (contaminado con orina) 5. Rojizo (sangre) Olor. Las muestras no tendrán ningún olor diferente a sui géneris. Características microscópicas Concentración La concentración se midió mediante el espermio densímetro, se aforará una probeta con 10ml de agua bidestilada y se procederá a quitar 100μl de la misma. Además, también se tomará 100μl de semen y ambas se colocarán en el espermiodensímetro. Motilidad masal Se tomo 5μl (una gota) de la muestra de semen con la micropipeta y se revertirá en un portaobjetos previamente calentado. El portaobjetos será sometido a una plancha térmica que logrará que conserve 35 °C. La observación se realizará con un lente de 40x y de 10x, de modo que se calificará la motilidad en un rango de 0 a 5, siendo 0 33 indicativo de ninguna corriente y 5 abundancia de remolinos. Silva y Fassana (2017) detallan la escala de la siguiente manera: • Escala 5: alrededor de 90 a 100% gran cantidad de remolinos. • Escala 4: 70 - 80% suficientes corrientes. • Escala 3: 50 a 60% algunas corrientes. • Escala 2: 30 a 40% moderado. • Escala 1: 10 a 20% pobres y pocas corrientes. • Escala 0: 0% nulo movimiento. Motilidad individual Se llevo a cabo el mismo procedimiento empleado para analizar motilidad masal, con la diferencia que se hará uso del lente de 40x. Del mismo modo, de acuerdo a Silva y Fassana (2017) la motilidad individual se medirá en la escala de 0 a 5, de la siguiente manera: • Escala 5: 90 a 100% de movilidad rectilínea (no permite seguir con la mirada). • Escala 4: 70 - 80% gran movilidad, se dificulta seguir la trayectoria de los espermatozoides. • Escala 3: 50 a 60% fácil detección de su trayectoria. • Escala 2: 30 a 40% se trayecto es lento y por momentos hay pausas. • Escala 1: 10 a 20% movimiento en su propio lugar, no rectilíneo. • Escala 0: 0% nulo movimiento. Morfología Para este análisis se tomó una gota de semen junto con una gota de Eosina y se realizará 34 un frotis. La observación en el microscopio se realizó con un lente de 10x y 40x, cuantificando el porcentaje de alteraciones de los espermatozoides tanto en cabeza como en cola, por ejemplo: decapitados, flagelos enrollados, doble flagelo, micro y macrocefalia, cabezas sueltas. El 100% significará ausencia de alteraciones en la muestra. Vitalidad Para detectar vitalidad de los espermatozoides se ejecutó un frotis de una gota de semen junto con una gota de eosina y se verificará que los espermatozoides vivos no se tiñen, mientras que los muertos sí debido a que se perfora su membrana y posibilita el paso del colorante de eosina. Integridad del acrosoma Para la evaluación de la integridad primeramente se disolvió la sustancia glutaraldehído a la concentración del 0,2% en 50ml de sustancia buffer. Posteriormente, se tomará un portaobjetos templado y se colocará una gota de semen junto con una gota de la solución preparada. Además, se añadirá 1μl de eosina y nigrosina para la realización del frotis. Se distinguirán la integridad de los espermatozoides observando que aquellos que se encontrarán vivos adquirirán un tono rosa en la membrana del acrosoma y uno azulado en la cola, mientras que, los espermatozoides muertos serán de tonalidad rosa completamente (Cely et al., 2021). 35 CAPITULO IV RESULTADOS Y DISCUSIÓN 4.1 Análisis e Interpretación de resultados En este capítulo de acuerdo a las variables planteadas en el estudio, se resalta la importancia de los resultados obtenidos de los diferentes tratamientos. 4.1.1 Peso Tabla 5 Peso Peso en Lb Porcentaje Kathadin 117 98 Dorper 123 102 TOTAL 120,0 100,0 Figura 1 Peso según tratamientos y raza De acuerdo a los resultados obtenidos de la tabla 5 y figura 1, en los ejemplares de raza Kathadin se tiene un promedio de 117 lb; mientras que en Dorper 123 lb, lo cual lógicamente de acuerdo a las características raciales corresponde al carácter cárnico y deposición muscular características de la raza Dorper. 117 2 123 4 0 50 100 150 Peso en Lb Frecuencia Kathadin 117 2 Dorper 123 4 Peso Kathadin Dorper 36 4.1.2 Condición Corporal (CC) Tabla 6 Condición Corporal CC Porcentaje Kathadin 3 100 Dorper 3 100 TOTAL 3 100 Figura 2 Condición corporal Con los resultados observados en la tabla 6 y figura 2, en los ejemplares de raza Kathadin se tiene un promedio de 3 al igual que en la raza Dorper de acuerdo a las características raciales corresponde al carácter cárnico y deposición muscular características de cada raza. La condición corporal (CC) y el peso vivo son parámetros fisiológicos clave en la evaluación del estado nutricional y reproductivo de los ovinos. Diversos estudios han demostrado que las alteraciones en la homeostasis energética del animal, inducidas por el uso de glucocorticoides como la Flumetazona y la Dexametazona, pueden tener consecuencias directas sobre ambos factores (Serrano & Castillo, 2023). 3 3 0 1 1 2 2 3 3 4 Kathadin Dorper Condición corporal. 37 4.1.3 Edad Tabla 7 Edad Edad Porcentaje Kathadin 1,5 100 Dorper 1,5 100 TOTAL 1,5 100 Figura 3 Edad Los resultados observados en la tabla 7 y figura 3, tanto ejemplares de raza Kathadin como la raza Dorper se tiene un promedio en cuanto a la edad de 1,5. Según Crescionini Mackern y García Brion (2019), cuyo estudio fue realizado en corderas, la madurez sexual en ovinos puede variar ampliamente dependiendo de la raza y el entorno. En hembras, se observa actividad reproductiva desde los 9 meses. Extrapolando a los machos, se estima que alcanzan la pubertad entre los 5 y 7 meses, pero la madurez completa del sistema reproductivo —incluyendo la producción estable de testosterona y espermatozoides de buena calidad— suele lograrse recién alrededor del año y medio, edad que concuerda con los ovinos objetos de estudio de nuestra 1,5 1,5 0,0 0,5 1,0 1,5 2,0 Kathadin Dorper Edad 38 investigación; los cambio que se observan en la misma podrían suponerse debido a que a esa edad todavía se encuentran en fase consolidación hormonal. Por eso, la administración de corticoides como la Dexametazona o Flumetazona puede interferir con procesos clave que aún no están del todo estabilizados, como la espermatogénesis y la regulación hormonal. 4.1.4 Características macroscópicas del semen antes del tratamiento Tabla 8 Volumen VOL. (ml) Kathadin 1,05 Dorper 1,2 MEDIA G 1,13 Figura 4 Volumen En base a los resultados obtenidos de la tabla 8 y figura 4, los ejemplares de raza Kathadin mantienen un promedio de 1,05 del volumen en ml de eyaculado; mientras que en Dorper 1,2 del volumen en ml de eyaculado. Según Morales (2019), en un estudio realizado con ovinos criollos del oeste de Formosa, se obtuvo un volumen promedio de eyaculado de 0,545 ± 0,285 ml. Este valor puede considerarse bajo en comparación con otras razas, lo que podría atribuirse a 1,05 1,2 0,9 1 1,1 1,2 1,3 Kathadin Dorper Volumen (ml) 39 factores como la edad y el desarrollo de los individuos evaluados. En nuestro estudio los valores obtenidos superaron a los referenciados, debido al manejo, condiciones generales, sanitarias, reproductivas y calidad genética de los ejemplares objetos de estudio. Tabla 9 Color COLOR (Evans y Maxwell,1990) Frecuencia Porcentaje Blanco lechoso 1 16,7 cremoso suave 1 16,7 Blanco cremoso 2 33,3 cremoso espeso 2 33,3 TOTAL 6 100,0 Figura 5 Color } Teniendo en cuenta los criterios de Evans y Maxwell (1990) en cuanto se refiere al color del semen; detallamos que los ovinos Kathadin presentaron eyaculado blanco lechoso y cremoso suave en un 16,7%; mientras que en la raza Dorper el eyaculado fue blanco cremoso y cremoso espeso 33,3%; los cuales se encuentran dentro de los parámetros considerados normales. 17% 17% 33% 33% Color (Evans y Maxwell) Blanco lechoso cremoso suave Blanco cremoso cremoso espeso 40 Según Gutiérrez et al. (2021), la tonalidad blanquecina o crema en el semen de carneros está asociada con una concentración espermática adecuada y un bajo nivel de contaminantes o secreciones prostáticas alteradas. Por otro lado, cambios en el color hacia tonos más oscuros o amarillentos pueden indicar la presencia de sangre (hematospermia), infecciones, inflamaciones o deterioro seminal, lo que compromete la fertilidad. Además, Rodríguez y Vargas (2022) señalaron que factores como la frecuencia de la eyaculación, el manejo nutricional y el estado sanitario influyen en la apariencia del semen. La presencia de un color anormal puede ser un signo temprano de patologías del tracto reproductivo o estrés, lo que requiere un monitoreo y control oportuno para evitar disminuciones en la calidad seminal; resultados que son semejantes y contrastantes a nuestra investigación. 4.2. Características microscópicas del semen antes del tratamiento Tabla 10 Concentración Concentración (X 10⁶/ml) Frecuencia Porcentaje 2000 X 10⁶/ml 1 16,7 3000 X 10⁶/ml 1 16,7 4000 X 10⁶/ml 2 33,3 5000 X 10⁶/ml 2 33,3 TOTAL 6 100,0 41 Figura 6 Concentración Guiándonos gracias a los resultados obtenidos detallamos que los ovinos Kathadin presentaron una concentración espermática de 2000 y 3000 millones de espermatozoides por ml con un 16,7%; mientras que en la raza Dorper su concentración fue de 4000 y 5000 millones de espermatozoides por ml con un expresado e 33,3% con respecto a la población total. Condori y Kantuta (2021) evaluaron la calidad espermática de semen fresco en carneros de las razas Targhee y Corriedale. Los resultados mostraron una concentración espermática promedio de 4.250 millones de espermatozoides por mililitro; siendo estos resultados semejantes a nuestra investigación con respecto a los datos obtenidos en los ovinos de raza Dorper y diferentes superando a los resultados de los ovinos Kathadin; esta variación se debe a que niveles adecuados en la producción de Leptina mejoran la actividad reproductiva, debiendo conocer que la Leptina se produce de mejor manera en animales cuyo metabolismo energético es mejor debido a la acumulación e infiltración grasa del tejido que suele ser más estable en la raza Dorper. 17% 17% 33% 33% Concentración espermática 2000 X 10⁶/ml 3000 X 10⁶/ml 4000 X 10⁶/ml 5000 X 10⁶/ml 42 Tabla 11 Motilidad Masal, Individual y Progresiva Mot. Masal (0-5) (Aisen,2004) Mot. Ind. (0-5) (Aisen,2004) Mot. Prog. (0-5) (Aisen,2004) Kathadin 4 4 3,5 Dorper 3,5 3,5 3,5 MEDIA G 3,75 3,75 3,5 Figura 7 Motilidad Masal, Individual y Progresiva De acuerdo a los datos que se reflejan en la tabla 13 y figura 9 correspondientes a la motilidad espermática se obtuvieron valores según la escala de Aisen (2004) de 3,5 a 4 siendo movimiento gradual con porcentajes que fluctúan del 60 al 80% con varias corrientes y suficientes corrientes rápidas respectivamente. Condori y Kantuta (2021) evaluaron la calidad espermática de semen fresco en carneros de las razas Targhee y Corriedale. Los resultados mostraron una una motilidad individual del 82% y una morfología normal del 89,6%, indicando una excelente calidad seminal en estas razas; en nuestra investigación se obtuvieron valores semejantes pero que se encuentran por debajo de los valores referidos por estos autores. 4 4 3,53,5 3,5 3,5 3 3,5 4 4,5 Mot. Masal (0-5) (Aisen,2004) Mot. Ind. (0-5) (Aisen,2004) Mot. Prog. (0-5) (Aisen,2004) Motilidad Espermática Kathadin Dorper 43 Tabla 12 Integridad del acrosoma, Funcionalidad de la membrana y Morfología espermática. Funcionalidad membrana % Integridad acrosoma % Morfología espermática % Kathadin 71,5 83 85 Dorper 80,5 80,5 87,5 MEDIA G 76 81,75 86,25 Figura 8 Integridad del acrosoma, Funcionalidad de la membrana y Morfología espermática Según los criterios de Kruger para que el semen sea considerado de buena calidad al menos del 4 al 15% de espermatozoides deben tener una morfología normal; en cuanto a la cabeza su normalidad debe estar sobre el 40 al 70% y la pieza media o cuello, así como la cola deben ser alineadas de la longitud adecuada y sin deformidades. Con los resultados que podemos observar en nuestra investigación tanto en la raza Kathadin como Dorper se presentan datos de normalidad superiores al 70%. Condori y Kantuta (2021) evaluaron la calidad espermática de semen fresco en carneros de las razas Targhee y Corriedale. Los resultados mostraron una morfología normal del 71,5 83 8580,5 80,5 87,5 0 100 Funcionalidad membrana % Integridad acrosoma Morfologia espermatica Normalidad de Morfología Espemática Kathadin Dorper 44 89,6%, indicando una excelente calidad seminal en estas razas; mientras que en nuestra investigación se obtuvo el mayor porcentaje de normalidad en ovinos Dorper con el 87,5%. 4.3 Características macroscópicas del semen después del tratamiento Tabla 13 Volumen VOL. (ml) Kathadin 1,25 Dorper 0,875 MEDIA G 1,06 Figura 9 Volumen En comparación a los resultados obtenidos previos a la instauración de los tratamientos; en la raza Kathadin se evidenció un promedio de 1,05 del volumen en ml de eyaculado; mientras que en Dorper 1,2 del volumen en ml de eyaculado; estos valores tienen un incremento en la raza Kathadin con 1,25 ml y se ven disminuidos en la raza Dorper con 0,875 ml, la explicación a esta reducción se le atribuye a los dos individuos de raza Dorper que fueron sometidos al tratamiento con Flumetazona quienes presentaron alteraciones importantes en esta variable. 1,25 0,875 0 1 2 Kathadin Dorper Volumen. (ml) 45 Según Morales (2019), en un estudio realizado con ovinos criollos del oeste de Formosa, se obtuvo un volumen promedio de eyaculado de 0,545 ± 0,285 ml. En nuestro estudio los valores post tratamiento obtenidos difieren en las razas y por el tipo de glucocorticoide aplicado; siendo el tratamiento con Flumetazona mucho más agresivo en cuanto a la reducción del volumen de eyaculado. Tabla 14 Color (Evans y Maxwell,1990) Frecuencia Porcentaje Cremoso suave 1 16,7 Cremoso 3 50,0 Cremoso espeso 1 16,7 TOTAL 6 100,0 Figura 10 Color Teniendo en cuenta los criterios de Evans y Maxwell (1990) en cuanto se refiere al color del semen; detallamos que los ovinos Kathadin presentaron eyaculado cremoso y cremoso espeso; mientras que en la raza Dorper el eyaculado fue cremoso suave y lechoso; los cuales se encuentran dentro de los parámetros considerados normales; el color predominante fue el cremoso con un 50% de los individuos objeto de estudio con 16% 17% 50% 17% Color (Evans y Maxwell,1990) lechoso cremoso suave cremoso cremoso espeso 46 esta característica, vale recalcar que estos colores aún se encuentran dentro de los parámetros normales según la escala de Evans y Maxwell (1990). Según Gutiérrez et al. (2021), la tonalidad blanquecina o crema en el semen de carneros está asociada con una concentración espermática adecuada y un bajo nivel de contaminantes o secreciones prostáticas alteradas; de igual manera Rodríguez y Vargas (2022) señalan la importancia de los factores como: manejo, sanidad, nutrición y reducción del estrés en la apariencia del semen; en nuestra investigación a pesar de los cambios en las tonalidades aún se pueden considerar viables. 4.4 Características microscópicas del semen después del tratamiento Tabla 15 Motilidad Masal, Individual y Progresiva Mot. Masal (0-5) (Aisen,2004) Mot. Ind. (0-5) (Aisen,2004) Mot. Prog. (0-5) (Aisen,2004) Kathadin 4 4,5 4,5 Dorper 3,5 3,5 3,5 MEDIA G 3,8 4 4 Figura 11 Motilidad Masal, Individual y Progresiva 0 1 2 3 4 5 Mot. Masal (0-5) (Aisen,2004) Mot. Ind. (0-5) (Aisen,2004) Mot. Prog. (0-5) (Aisen,2004) Motilidad espermática Kathadin Dorper 47 De acuerdo a los datos que se reflejan en la tabla 19 y figura 15 correspondientes a la motilidad espermática se obtuvieron valores según la escala de Aisen (2004) de 3,5 a 4 siendo movimiento gradual con porcentajes que fluctúan del 60 al 80% con varias corrientes y suficientes corrientes rápidas respectivamente, sin haber fluctuado posterior a los tratamientos. Condori y Kantuta (2021) evaluaron la calidad espermática de semen fresco en carneros de las razas Targhee y Corriedale. Los resultados mostraron una una motilidad individual del 82%, siendo estos resultados semejantes a los de nuestra investigación inclusive posterior a los tratamientos farmacológicos administrados. Tabla 16 Integridad del acrosoma, Funcionalidad de la membrana y Morfología espermática Funcionalidad membrana % Integridad acrosoma Morfología espermática Kathadin 84,5 80 82,5 Dorper 71,5 70,75 67 MEDIA G 78 75,4 74,8 Figura 12 Integridad del acrosoma, Funcionalidad de la membrana y Morfología espermática 0 100 Funcionalidad membrana % Integridad acrosoma Morfologia espermatica Normalidad de Morfología Espemática Kathadin Dorper 48 Según los criterios de Kruger para evaluar la calidad del semen se consideró que los datos obtenidos pre tratamiento fueron normales ya que superaban el 70% de normalidad; mientras que en los datos analizados post tratamiento, se puede observar una reducción significativa con valores individuales entre el 50 y 60% en los ovinos Dorper correspondientes al tratamiento con Flumetazona; sin embargo, las medias generales están dentro de los rangos de normalidad. En el análisis microscópico del eyaculado se pudo evidenciar presencia de Teratozoospermia con roturas de membrana lo que significa una muerte masal considerable, cabezas planas, colas de látigo y colas dobladas. Condori y Kantuta (2021) evaluaron la calidad espermática de semen fresco en carneros de las razas Targhee y Corriedale. Los resultados mostraron una morfología normal del 89,6%, indicando una excelente calidad seminal en estas razas; mientras que en nuestra investigación se obtuvo el mayor porcentaje de normalidad en ovinos Dorper con el 87,5% pre tratamiento, los datos post tratamiento reflejan porcentajes del 67% en Dorper quienes fueron intervenidos con Flumetazona; en consideración con esta reducción relevante la explicación científica se apoyaría en que: La administración de Flumetasona en ovinos reproductores podría interferir en la producción de testosterona y en la función de las células de Sertoli y Leydig, esenciales para la espermatogénesis, además, el estrés oxidativo inducido por corticosteroides puede dañar el ADN espermático y las membranas celulares, comprometiendo la viabilidad y funcionalidad de los espermatozoides. 49 4.4. Análisis estadístico Tabla 17 Adeva con prueba de Tukey – Volumen de eyaculado. Figura 13 Volumen Según el análisis estadístico del volumen de eyaculado se puede inferir que no existe diferencia estadística entre los tratamientos ya que se tiene un p-valor de 0,1135; sin embargo, si se reflejan diferencias numéricas importantes en el tratamiento 3. 50 Tabla 18 Adeva con prueba de Tukey – pH seminal. Figura 14 pH De acuerdo al análisis estadístico del pH de eyaculado se determinó que existe diferencia estadística entre los tratamientos ya que se tiene un p-valor de 0,0415; además se reflejan diferencias numéricas importantes en el tratamiento 3. 51 Tabla 19 Adeva con prueba de Tukey - Color Figura 15 Color. De acuerdo al análisis estadístico del color de eyaculado se determinó que no existe diferencia estadística entre los tratamientos ya que se tiene un p-valor de 0,0540; además todos los colores analizados se encuentran dentro de los rangos indicados. 52 Tabla 20 Adeva con prueba de Tukey – Concentración espermática. Figura 16 Concentración En base al análisis estadístico de la concentración espermática se determinó que no existe diferencia estadística entre los tratamientos ya que se tiene un p-valor de 0,1513; es importante mencionar que el tratamiento 3 presenta una relevante diferencia numérica debido a la abrupta reducción de la concentración de esperma. 53 Tabla 21 Adeva con prueba de Tukey – Motilidad individual, masal y progresiva Figura 17 Motilidad masal, individual y progresiva Según el análisis estadístico de la motilidad espermática se determinó que no existe diferencia estadística entre los tratamientos ya que se tiene un p-valor de 0,0741; cabe recalcar que el tratamiento 3 presenta una relevante diferencia numérica debido a la agresividad del tratamiento que se determinó con el uso de flumetazona. 54 Tabla 22 Adeva con prueba de Tukey – Funcionalidad de la membrana Figura 18 Funcionalidad de la membrana Con los resultados obtenidos en el análisis estadístico de la funcionalidad de la membrana se evidenció existe diferencia estadística altamente significativa entre los tratamientos ya que se tiene un p-valor de 0,0010, siendo el tratamiento 3 el que presenta mayor porcentaje de Teratozoospermia. 55 Tabla 23 Adeva con prueba de Tukey – Integridad del acrosoma Figura 19 Integridad del acrosoma Al realizar el análisis estadístico de la integridad del acrosoma, se determinó que existe diferencia estadística altamente significativa entre los tratamientos ya que se tiene un p-valor de 0,0001, siendo el tratamiento 3 el que presenta mayor porcentaje de Teratozoospermia. 56 Tabla 24 Adeva con prueba de Tukey – Morfología espermática Figura 20 Morfología espermática Conforme al análisis estadístico de la morfología espermática, se evidenció que existe diferencia estadística significativa entre los tratamientos ya que se tiene un p-valor de 0,0062, siendo el tratamiento 3 el que presenta mayor número de espermatozoides con anormalidades de acuerdo a los criterios de Kruger. 57 4.5 Comprobación de Hipótesis De acuerdo a los datos numéricos y estadísticos obtenidos en la investigación con la aplicación de Flumetazona y Dexametazona se acepta la hipótesis alterna ya que existieron modificaciones en los parámetros de calidad espermática evaluados mediante los Criterios de Kruger en carneros reproductores; esta hipótesis se respalda sobre los datos estadísticos de p-valor menor al 0.05 en integridad del acrosoma, funcionalidad de la membrana y morfología espermática. 58 CONCLUSIONES • Al evaluar la calidad espermática mediante los Criterios de Kruger en ovinos reproductores tratados con Flumetazona y Dexametazona se pudo determinar que los carneros tratados con el primer fármaco tuvieron alteraciones morfológicas funcionales (5 % al incio y 20% al final), así como también en cuanto a la concentración y volumen del eyaculado (%), los resultados del análisis estadístico respaldan esta conclusión: se observó una diferencia altamente significativa en la integridad del acrosoma (p-valor = 0.0001) y en la funcionalidad de la membrana (p-valor = 0.0010), siendo el grupo tratado con Flumetazona el que presentó el mayor porcentaje de teratozoospermia. • Al evaluar mediante pruebas físicas y químicas macroscópicas la calidad seminal se pudo determinar en los tratamientos normalidad en cuanto al pH (%) color y volumen de eyaculado tanto antes como después del tratamiento con ligeras alteraciones en los machos que se aplicó Flumetazona, se determinó que la Flumetazona interfiere con la espermatogénesis al afectar la producción de testosterona y la función de las células de Sertoli y Leydig, lo cual se ve reflejado en el porcentaje de morfología normal en los ovinos Dorper, que disminuyó al 67% después del tratamiento, en comparación con el 87.5% que tenían antes de este. • Se determinó que la Flumetazona tuvo un impacto significativamente negativo en la calidad espermática de los ovinos reproductores, evidenciado por un aumento en las alteraciones morfológicas funcionales (del 5% inicial al 20% final), así como reducciones en la concentración y volumen del eyaculado. Esto se respalda por 59 diferencias altamente significativas en la integridad del acrosoma (p-valor = 0.0001) y la funcionalidad de la membrana (p-valor = 0.0010) , con el grupo tratado con Flumetazona presentando el mayor porcentaje de teratozoospermia. • Las evaluaciones físicas y químicas macroscópicas de la calidad seminal (pH, color y volumen del eyaculado) se mantuvieron dentro de los rangos de normalidad tanto antes como después del tratamiento , aunque se observaron ligeras alteraciones en los machos tratados con Flumetazona. La Flumetazona interfiere con la espermatogénesis al afectar la producción de testosterona y la función de las células de Sertoli y Leydig , lo que se reflejó en una disminución del porcentaje de morfología normal en los ovinos Dorper (del 87.5% antes a 67% después del tratamiento). • La investigación asoció la presencia de teratozoospermia con la aplicación de Flumetazona. Este glucocorticoide sintético interviene directamente en la producción de testosterona y la funcionalidad de las células de Sertoli y Leydig, las cuales son esenciales para la espermatogénesis. Además, la bibliografía sugiere que los corticosteroides pueden inducir estrés oxidativo, lo que potencialmente daña el ADN espermático y compromete la funcionalidad e integridad de los espermatozoides 60 RECOMENDACIONES • Investigar acerca de la administración de otro tipo de fármacos y su influencia sobre la calidad espermática de ovinos, así como en otras especies de valor productivo y genético • Desarrollar trabajos investigativos que profundicen sobre los efectos adversos de la Flumetazona a nivel molecular en las células germinales tanto en machos como hembras. • Promover el uso racional y ético de los fármacos en las especies productivas, de compañía y silvestres; ya que la principal tarea del Médico Veterinario es garantizar el bienestar animal y contribuir a la salud pública. 61 Bibliografía Universidad Nacional Autónoma de México. (2021). Fisiología reproductiva de la oveja | Reproducción de los animales domésticos. 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